TENTATIVE DE CONTROLE DES POPULATIONS d’Upogebia DANS LE CANAL RESERVOIR

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EVALUATION DE LA POPULATION D’Upogebia DANS LE CANAL RESERVOIR

A Besalampy, un suivi bimensuel est établit par le service Qualité Elevage et le service laboratoire pathologie pour contrôler les populations d’Upogebia et suivre leur cinétique de développement dans le canal d’alimentation. Cette étude est réalisée en ffectuant deux échantillonnages par mois (une fois tous les 15 jours) selon un plan ayant déjà été prédéfinpar la société depuis l’année 2004.

Suivi des paramètres physico-chimiques du canal

Les indicateurs du milieu sont la température, le pH, l’oxygène dissous, la dureté, l’alcalinité, la urbidité (COSTE, 1991). A l’instar des bassins d’élevage, différents paramètres physico-chimiques sont relevés tous les jours au niveau de 7 points fixes situés dans le canal réservoir (annexe I.2). Seuls les 7 suivants nous intéressent particulièrement pour mener cette étude, dont l’oxygène dissous, la demande biologique en oxygène en 5 jours (ou DBO5), l’azote ammoniacal (N-NH3), le pH, la salinité, la température et les matières en suspension (MES). Les méthodes générales de mesure sont présentées en annexe II.1.

La répartition des points d’échantillonnage

Pour un total de 38 points d’échantillonnage répartis dans 10 zones bien déterminées dans le canal réservoir, l’échantillonnage est réalisé en 21 carottages par point. Chaque zone comprend 4 points de prélèvement sauf la zone IX qui est située auprès de la station de pompage (annexe II.2). En effet, on n’y effectue que deux carottages parce que le prélèvement d’échantillon dans cette zone est très difficile à cause de la structure très molle du sol suite à l’importance du phénomène de sédimentation.

Méthode de carottage et caractéristique de la carotte

Une carotte cylindrique en tuyaux PVC de 10cm de diamètre, 78,5cm2 de section et environ 3m de longueur est utilisée pour le prélèvement des échantillons. Pour ce faire, la carotte est enfoncée dans le sol jusqu’à résistance du fond par un échantillonneur placé sur une barge immobilisée en surface de l’eau (figures 5). Les données enregistrées contiennent le nombre d’Upogebia capturé et l’estimation de la longueur de carotte enfoncée. Cette dernière permet de découvrir la profondeur à laquelle se localisent généralement ces animaux, mais on note jusqu’à présent qu’aucune étude plus poussée n’a été menée concernant cela. Ainsi, cette étude, s’intéressera uniquement à la détermination du nombre d’individus par mètre carré et à son évolution dans le temps etdans l’espace.

Estimation de la densité

La répartition spatio-temporelle des animaux étudiés est d’abord déterminée par station (ou par point) avant de faire la moyenne pour pouvoir estimer ensuite la densité représentative de l’ensemble de la zone étudiée selon la formule suivante : Densité (individus/m ) = Nombre total d’individus dans n carottages / surface totale balayée par n carottages
La surface totale balayée par 21 carottages est de 0,165m2. En première approche, nous souhaitions déterminer les estimations à partir de 32 carottages par point, dont la surface balayée par ceux-ci est 0,25m2 (le quart de 1m2), mais l’application est très dure et demande trop de temps. C’est la raison pour laquelle, le nombre de carottages par point a été réduit à 21. Pour avoir une meilleure estimation de l’effectif de la population dans une zone à surface (S) connue, on utilise la densité pondérée (D) d’après la formule : D = [(d1 x S1) + (d2 x S2) + … + (d n x Sn)] / S avec S = S1 + S2 +…+ S n. S1 à S n et d1 à dn sont les surfaces et les densités respectives des différents secteurs à l’intérieure d’une zone étudiée.

Analyse des influences des paramètres du milieu sur la densité d’Upogebia à l’aide de la corrélation de Fisher

Dans cette partie, on cherche à estimer le degré d’association entre la variation spatio-temporelle de la densité d’Upogebia et les valeurs de certains paramètres physico-chimiques du milieu à l’aide du Test de corrélation de Fisher. Par contre, avant d’accepter l’existence d’une corrélation, il faut démontrer que le coefficient de corrélation ro trouvé est significativement différent de zéro. Eneffet, au cas où la corrélation entre la densité et le paramètre étudié est nulle,le coefficient de corrélation est normalement distribué autour de zéro avec une erreur standard So où So=1/√(n -1).
En outre, si l’effectif n (nombre de points de prélèvement des paramètres) de l’échantillon est inférieur ou égal à 100 (qui est notre cas ici où n=7, on peut lire directement sur la table les valeurs correspondantes de r au risque donné en fonction du degré de liberté qui est égale à (n- 2) parce que la distribution n’est plus normale. Ainsi, le coefficient de corrélation ro, en valeur absolue, trouvé pour r est significatif et différent de zéro si ro est supérieur à 2So au seuil de 5% et si ro est supérieur à 2,6So au seuil de 1%.

TENTATIVE DE CONTRÔLE DES POPULATIONS d’ Upogebia DANS LE CANAL RESERVOIR

Cette partie consiste à éliminer une bonne partie de la population de cette espèce fouisseuse qui colonise le canal d’alimentation afin de maîtriser leur multiplication.

Détermination de la zone d’expérience

L’expérience sera menée sur une des zones aux plus fortes densités selon le jugement des résultats des échantillonnages bimensuels afin d’obtenir une meilleure évaluation des essais utilisés. En effet, plus le milieu est peuplé, mieux l’efficacité des essais pourra être démontrée. On choisit ainsi 5 secteurs au hasard dans la zone étudiée pour pratiquer 24 carottages au niveau de chacun. Dans ce sondage, un secteur fait 50m de longueur et 3m de largeur soit 150m2 de surface. Chaque carottage est distant de 2 à 3m de la berge et de 2 à 3m entre eux (figure 6). Le secteur présentant la densité la plus élevée sera choisi comme secteur d’expérience.

Essai « DRAGAGE » et l’essai « LINER »

Deux expériences sont ensuite réalisées en parallèle au niveau de l‘endroit choisi dans le canal dont l’essai « d ragage » et l’essai « liner ».

L’expérience « dragage »

L’expérience « dragage » consiste à un curage de la plateforme du canal à l’aide d’un engin à drague mécanique (figure 7) jusqu’à une profondeur d’environ 50cm. Ainsi, on débarrasse les espèces indésirables, notamment les crevettes sauvages fouisseuses telles que les Upogebia.

L’expérience « liner »

Par ailleurs, le « liner » est une sorte de bâche en plastique rigide utili sé comme revêtement des fonds des bassins à la nursery (figure 8). En effet, le dragage du fond du canal n’est pas possible sur les 6 premiers mètres à partir des digues principales. Cette expérience consiste alors à couvrir cette surface à l’aide d’une bande de « liner » sur 50m de longueur et 6m de largeur. Le liner est fixé à ras la pente de la berge (figure 9) pour assurer son efficacité et la durée de l’expérience est de 5 semaines. L’objectif est d’éliminer les crustacés fouisseurs installés dansleurs galeries par asphyxie et par privation d’aliments.

Evaluation de la population avant et après les expériences

Une fois le secteur d’expérience bien déterminé, ladensité d’Upogebia est estimée par rapport à 6 séries de 24 carottages alignés en parallèles (Ln) pour chacune des deux expériences (dragage et liner) selon respectivement les deux plans d’échantillonnage systématiques suivants : Figure 11 : le plan d’échantillonnage utilisé avant et après l’essai liner
Selon la figure 11, les lignes (Ln) sont distantes chacune de 6 à 11m de la berge pour l’essai drague (c’est-à-dire que la première ligne est située à 6m) et de 1 à 6m pour l’essai liner (figure 11). L’écart entre deux points de prélèvement est de 1m dans le sens de la largeur et de 2m dans le sens de la longueur. Les mêmes plans d’échantillonnage sont répétés après les expériences (dragage et liner) pour pouvoir juger leur efficacité à partir des résultats trouvés.

Analyse des données

Intervalle de confiance

Cet intervalle permet de déterminer les limites entre lesquelles doivent se situer les paramètres envisagés de la population étudiée avec un seuil donné. A l’aide de divers échantillons prélevés au sein d’une population, chacun est caractérisé par sa moyenne. Si l’échantillon étudié a un effectif supérieur ouégal à 30, on peut prendre la moyenne trouvée dans l’échantillon pour représenter la moyenne de la population. L’intervalle de confiance de la moyenne est donc m ± 2Sm à 95% avec :
Sm (écart standard de la moyenne) = (écart-type δ de la population) / [(effectif n de l’échantillon) – 1]

Analyse des variances ou ANOVA (Analyse Of Variance)

L’analyse des variances consiste à une comparaison simultanée de plusieurs moyennes. Ce test sera utilisé pour savoir si dans l’ensemble, l’emplacement des lignes d’échantillonnage (situées à des différentes profondeurs) selon le plan utilisé a une influence sur la densité. En effet, chaque ligne est caractérisée par sa densité moyenne et on va déterminer si les différences observées entre ces moyennes sont significatives. C’est l’analyse des variances de Fisher (FRONTIER, 1980). On peut ainsi estimer deux types de variances dont une variance intergroupe qui met en évidence les fluctuations d’un groupe à l’autre et une variance intragroupe qui représente les fluctuations individuelles à l’intérieur d’un groupe. Le rapport Fexpérimental teste ensuite la divergence entre ces deux variances selon la formule :
Fexpérimental = Variance intergroupe / variance intragroupe
Si Fexpérimental < 1, on peut conclure que les moyennes ne diffèrent pas significativement
Si Fexpérimental > 1, on cherche dans la table de Snedecor la valeur de Fs avec un degré de liberté de (N – K) et (k-1), ainsi, si Fexpérimental > Fs, donc les moyennes diffèrent significativement au seuil donné.

BIOESSAIS

Deux bioessais sont menés durant ce stage. D’abord une expérience d’éclosion, ensuite une autre de prédation pour identifier certains prédateurs naturels des Upogebia.

Eclosion d’Upogebia

Cette première expérience vise à observer l’évolution des larves d’Upogebia pour déterminer leurs stades de développement et leur croissance. De ce fait il suffit d’isoler des femelles grainées dans un milieu conditionné pour attendre l’éclosion et à chaque mortalité, la femelle est renouvelée.

Sélection et conditionnement des femelles grainées

La sélection des femelles grainées se pratique par expertise individuelle et par comptage des œufs portés. Ainsi, on choisit les femelles les plus robustes et qui portent en même temps le plus d’œufs. Ensuite, un ou deux œufs par femelle sélectionnée s ont prélevés pour en faire des observations microscopiques. Dans cette expérience, 6 ballons à fond plat sont utilisés dont chacun remplis avec 4 litres d’eau de mer prétraitée à 200ppm de chlore (figure 12). De ce fait, toutes les matières organiques pouvant nuire aux résultats de l’expérience sont éliminées. On introduit ensuite une femelle par ballon après attente de confirmation de la dissipation du chlore jusqu’à la concentration de 0,01ppm au plus. L’oxygénation du milieu est assurée par un système d’aération en parallèle avec un surpresseur. Mis à part la température qui est mesuré deux fois par jour (à 6h00 et à 18h00), les valeurs de l’oxygène, de la salinité et du pH sont prélevées quotidiennement. Le renouvellement d’eau quotidien est de 30%. Enfin, s’il y a éclosion, les larves seront alimentées quotidiennement à l’aide de nauplii d’Artemia.

Contrôle de l’éclosion et observation de s larves

On prélève un œuf une fois par jour et par femelle pour observer sous microscope leur évolution. Comme ce sont des œufs fécondés, on établit en annexe une extraction de chaque larve à l’intérieur à l’aide d’une aiguille à pointe coupante pour examiner leur morphologie et pour mesurer leur taille avec une cellule de comptage de Sedgewick-Rafter. S’il y a éclosion, les mêmes expertises seront opérées sur les larves venant d’éclore et les post-larves obtenues ultérieurement pour suivre la croissance.

Etude de transmissibilité inter-espècede maladies via la prédation d’Upogebia par des juvéniles de crevettes

Toujours dans le cadre de la biosécurité, cette dernière expérience de 5 semaines consiste à détermine expérimentalement s’il existe un risque de transmission de maladies chez des juvéniles de crevettes par prédation d’Upogebia. Les jeunes crevettes utilisées viennent de la nursery avec un poids moyen de 2g et elles ont été contrôlées saines préalablement.

La biomasse et l’alimentation

Sur 150 juvéniles garanties saines venant de la nursery, 84 sont distribuées dans 12 bacs de 40litres, avec une charge de 7 individus par bac et le reste est stocké dans un bac de 150 litres pour servir de témoin négatif (figure 13). Les animaux sont conditionnés sous aération à l’aide d’un surpresseu et sont alimentés exclusivement par des Upogebia vivantes prélevées sur les différents points de prélèvement du canal réservoir. On distribue 5 proies vivantes par bac sur les 12 bacs puis cette quantité est rétablie à tout moment selon le nombre d’individus consommés quotidiennement. Il faut ainsi veiller à ce qu’il reste toujours suffisamment de stock pour au moins 3 jours d’alimentation. Par ailleurs, les animaux du bac témoin sont nourris uniquement sur granulés.

Suivi des paramètres physico-chimiques et entretien du milieu

Les paramètres physico-chimiques tels que l’O2 dissous, le pH, la S%o et la T°C sont relevés deux fois par jour, à 07h00 le matin et à 18h00 le soir. Le changement d’eau est effectué quotidiennement par siphonage à 30% ; par ailleurs, on effectue un nettoyage hebdomadaire des bacs suivi d’un changement d’eau à 100%. L’eau utilisée est toujours prétraitée et désinfectée à 200ppm de chlore puis laissée reposer jusqu’à la dissipation avant utilisation. Ainsi, toute contamination possible de maladies est évitée à part celles provenant des proies distribuées. Enfin, les eaux de vidange subissent le même traitemen t de chloration avant leur rejet dans les drains pour ne pas réinfecter l’environnement de la ferme.

Expertise hebdomadaire et test de stress sur les crevettes

Une expertise hebdomadaire est réalisée pour connaître la croissance et pour identifier la présence de toutes anomalies (mortalités, signes cliniques particuliers, etc.…). Ainsi, les animaux suspects (mont rant un changement de la couleur du muscle ou de la carapace, moribondes, parasités, etc.…) sont retirés des bacs puis fixés immédiatement en laboratoire. Par contre, si on n’observe pas encore de cas suspects à partir de la 3ème semaine d’expérience, un test de stress par arrêt de l’aération sera déclenché par fréquence de 3 à 5 jours. En effet, le stress abaisse le seuil de résistance de l’organisme et facilité l’attaque d’agents pathogènes (SCHLUMBERGER, 1998). De ce fait, on maintient l’oxygène dissous au voisinage de 2mg/l durant quelques heures (2 à 4heures) selon la résistance des prédateurs.

La fixation et l’immersion

La fixation consiste en une injection de solution fixative au niveau des organes et du muscle de la crevette pour empêcher la dégradation des cellules. Les animaux suspects sont ainsi découpés en deux dont le céphalothorax avec un morceau de muscle abdominal fixé immédiatement avec une solution de Davidson (tableau n°1) et le reste, c’est-à-dire un morceau de l’abdomen et la queue fixés immédiatement à l’éthanol à 95%. Ensuite, l’immersion consiste à conserver les animaux fixés dans une solution d’éthanol. La solution Davidson AFA selon le tableau n°1 suivant est la plus adaptée pour l’étude histologique des crevettes (HUMASON, 1972).
Le volume de la solution de Davidson doit toujours être 10 fois supérieure au volume de l’animal à fix er (REDMAN et al., 1999). La 1ère moitié du corps fixée au Davidson est destinée pour l’analyse histologique qui est une technique d’analyse permettant d’observer les tissus animaux et de détecter les lésions de ceux-ci. L’autre moitié fixée à l’éthanol à 95% est destinée pour l’analyse en biologie moléculaire, qui a aussi pour but de détecter la présence d’un ou plusieurs pathogènes contaminants et surtout virulents chez les crevettes. Celle-ci est basée sur la technique appelée PCR (Polymerase Chain Reaction) ou Réaction de Polymérisation en Chaînequi consiste en une amplification sélective des séquences d’acides nucléiques des agents pathogènes à rechercher à l’aide d’amorces (oligonucléotides) et d’enzymes spécifiques.
Enfin, toutes les crevettes survivantes sont aussi fixées à la fin de l’expérience puis envoyés au laboratoire central de l’AQUALMA situé à Mahajanga pour subir également les examens pathologiques nécessaires au cas où elles seraient porteuses sain es de maladies. L’histologie et la biologie moléculaire sont deux techniques d’analyses différentes mais complémentaires. Le tableau n°2 regroupe les différents types de pathogènes contaminants à pouvant être détectés par le laboratoire de pathologie.

Table des matières

INTRODUCTION
Partie I : GENERALITES
I.1- GENERALITES SUR LA SOCIETE
I.2- CONTEXTE GENERAL DE L’ETUDE
I.2.1- Problématique
I.2.2- Principe de la biosécurité
I.3- GENERALITES SUR LES ESPECES ETUDIEES
I.3.1- Rappel l’espèce Penaeus monodon
I.3.1.1- Taxonomie
I.3.1.2- Morphologie et distribution
I.3.2- Le genre Upogebia
I.3.2.1- Systématique
I.3.2.2- Morphologie
I.3.2.3- Distribution générale
I.3.2.4- Alimentation
Partie II : MATERIELS ET METHODE
II.1- EVALUATION DE LA POPULATION D’Upogebia DANS LE CANAL RESERVOIR
II.1.1- Suivi des paramètres physico-chimiques du canal
II.1.2- La répartition des points d’échantillonnage
II.1.3- Méthode de carottage et caractéristiques de la carotte
II.1.4- Estimation de la densité
II.1.5- Analyse des influences des paramètres du milieu sur la densité d’Upogebia à l’aide de la
corrélation de Fisher
II.2- TENTATIVE DE CONTROLE DES POPULATIONS d’Upogebia DANS LE CANAL RESERVOIR
II.2.1- Détermination de la zone d’expérience
II.2.2- Essai « DRAGAGE » et l’essai « LINER »
II.2.2.1- L’expérience « dragage »
II.2.2.2- L’expérience « liner »
II.2.3- Evaluation de la population avant et après les expériences
II.2.4- Analyse des données
II.2.4.1- Intervalle de confiance
II.2.4.2- Analyse des variances ou ANOVA (Analyse Of Variance)
II.3- BIOESSAIS
II.3.1- Eclosion d’Upogebia
II.3.1.1- Sélection et conditionnement des femelles grainées
II.3.1.2- Contrôle de l’éclosion et observation des larves
II.3.2- Etude de transmissibilité inter-espèce de maladies via la prédation d’Upogebia par des juvéniles de crevettes
II.3.2.1- La biomasse et l’alimentation
II.3.2.2- Suivi des paramètres physico-chimiques et entretien du milieu
II.3.2.3- Expertise hebdomadaire et test de stress sur les crevettes
II.3.2.4- La fixation et l’immersion
Partie III : RESULTATS ET DISCUSSIONS
III.1- SUIVIS AU NIVEAU DES DIFFERENTES ZONES DU CANAL
III.1.1- Bilans mensuels des paramètres physico-chimiques du canal réservoir
III.1.1.1- Les paramètres physiques
III.1.1.2- Les paramètres chimiques
III.1.2- Répartition mensuelle de la densité par point
III.1.2.1- Récapitulation mensuelle selon la concentration en Upogebia
III.1.2.2- Variation mensuelle de la densité par point
III.1.2.3- Variation mensuelle de la densité par zone
III.1.2.4- Bilan mensuel de l’évolution des densités dans le canal
III.1.3- Discussions
III.1.3.1- Influence de la salinité sur la prolifération des Upogebia
III.1.3.2- Influence de l’augmentation de la DBO5
III.1.3.3- La variation des matières en suspensions
III.2- EFFICACITE DES EXPERIENCES MENEES DANS LE CANAL RESERVOIR
III.2.1- La zone d’expérience choisie
III.2.2- Les résultats du sondage
III.2.3- Evaluation des expériences
III.2.3.1- Expérience drague
III.2.3.2- Expérience liner
III.2.4- Discussions
III.2.4.1- Influence de l’activité de dragage
III.2.4.2- Influence de l’emplacement de la ligne d’échantillonnage sur la densité
III.2.4.3- Variation de l’efficacité du liner au niveau des lignes
III.3- LES RESULTATS DES ESSAIS D’ECLOSION
III.3.1- Observation des femelles grainées et des oeufs fécondés
III.3.2- Les paramètres physico-chimiques
III.3.3- L’éclosion et les caractéristiques des larves
III.3.3.1- L’éclosion
III.3.3.2- Observation du contenu de l’oeuf prêt à éclore
III.3.3.3- La morphologie des post- larves
III.3.3.4- Le comportement des post- larves
III.3.3.5- Observation de la croissance
III.3.3.6- Alimentation
III.3.4- Discussions
III.3.4.1- Les paramètres et l’éclosion
III.3.4.2- Les principales caractéristiques des oeufs fécondés
III.3.4.3- Le développement des post-larves
III.4- LA PREDATION
III.4.1- Les paramètres physico-chimiques
III.4.2- Le comportement à la prédation
III.4.3- Résultats du test de stress des crevettes
III.4.4- La croissance et la survie des crevettes
III.4.4.1- La croissance
III.4.4.2- La survie
III.4.5- Les animaux suspects à la pêche finale
III.4.6- Résultats des analyses pathologiques en laboratoire
III.4.6.1- Résultats de l’histologie
III.4.6.2- Résultats de la biologie moléculaire
III.4.7- Discussions
III.4.7.1- Les variations des paramètres physico-chimiques
III.4.7.2- Diminution temporaire des proies consommées
III.4.7.3- Activité de prédation
III.4.7.4- Evaluation de la croissance
III.4.7.5- Les animaux suspects
CONCLUSION ET SUGGESTIONS
BIBLIOGRAPHIE

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