Mouche orientale des fruits (Bactrocera dorsalis)

Stratégies de luttes biologiques existantes

Trois stratégies de luttes biologiques sont pratiquées : il s’agit de la lutte biologique classique ou par importation, la lutte biologique par conservation et la lutte biologique par augmentation (inoculation et inondation) (Eilenberg et al., 2001).
La lutte biologique classique ou par importation, consiste en une introduction intentionnelle d’espèces exotiques pour lutter contre des ravageurs, la plus part du temps exotique eux-aussi, en vue d’un contrôle à long terme (Eilenberg et al., 2001). Cette stratégie est utilisée lorsqu’il s’agit d’un ravageur exotique que les ennemis autochtones n’arrivent pas à contrôler (Eilenberg et al., 2001).
La lutte biologique par conservation, consiste à modifier l’environnement ou les pratiques en vue de protéger ou d’augmenter les populations des ennemis naturels d’un ravageur cible afin de réduire sa population. Comme exemple de lutte biologique par conservation, des habitats alternatifs des ennemis naturels sont fournis sous la forme de « banques de Coléoptères » en Grande Bretagne ou « semis de graines » en Suisses dans les cultures céréalières (Landis et al., 2000).
La lutte biologique par augmentation, est une méthode de lutte dans laquelle des ennemis naturels produits en masse sont commercialisés et introduits périodiquement sur des surfaces de cultures pour réduire les populations de ravageurs cibles (Lenteren, 2000). A l’échelle internationale plus de 125 espèces d’ennemis naturels sont commercialisés pour le contrôle biologique par augmentation. Il existe deux formes de lutte biologique par augmentation : la méthode inondative et les lâchers saisonniers inoculatifs (Lenteren, 2000).
La méthode inoculative consiste en la libération d’agents de lutte biologique avec l’objectif qu’ils se multiplieront afin de contrôler le ravageur pendant une période bien définie , mais0 pas de manière permanente (Eilenberg et al., 2001). Par exemple, l’utilisation d’ennemis naturels tel que le parasitoïde Encarsia formosa (Gahan) (Hymenoptera, Aphelinidae) de la mouche blanche et le prédateur acarien Phytoseiulus persimilis (Athias-Henriot) (Arachnida, Mesostigmata, Phytoseiidae) (Lenteren, 2000) se font par cette approche. Quant à la méthode inondative, elle consiste en l’utilisation d’organismes vivants comme bio-insecticides en quantité importante afin de réduire considérablement la population de ravageurs cibles pendant une période bien définie (Eilenberg et al., 2001). Comme exemples, on peut citer l’utilisation de Trichogramma spp. (Hymenoptera, Trichogrammatidae) contre la pyrale du maïs en Europe (Lenteren, 2000) et l’utilisation de Metarhizium anisopliae (Metschn).Sorokin var. acridum pour lutter contre les sauterelles dans le sahel (Eilenberg et al., 2001).

Lutte biologique par augmentation via des lâchers inondatifs : le cas de la contamination d’insectes ravageurs par des biocides

La contamination des insectes consiste en leur mise en contact avec le biocide. Elle peut se faire de diverses manières. Ce sont entre autres la contamination par auto-inoculation, il s’agit ici d’utiliser des phéromones attractives pour attirer les insectes vers des sources de contamination ou même des appâts alimentaires (Vega et al., 1995).
Une autre méthode est la technologie d’entomo-vecteur qui permet la dissémination en utilisant des insectes comme vecteurs de biocides des ravageurs et des maladies des plantes (Mommaerts et Smagghe, 2011). Cette technique dépend du comportement des insectes vecteurs, des composantes du système de culture et de l’interaction entre pathogène-entomovecteur-antagoniste (Smagghe et al., 2012). Elle a plusieurs fois été utilisée avec des insectes pollinisateurs, qui une fois contaminés transmettent le biocide au niveau de la fleur (Card et al., 2007). En plus des insectes pollinisateurs, la technique des insectes stériles (TIS) peut également être utilisée pour la dissémination de biocides. La TIS consiste à faire des lâchers de milliers d’insectes stériles (de préférence des mâles) parmi les populations sauvages afin de créer des accouplements non fécondants entre femelles sauvages et mâles stériles (Barnes, 2004). Sa réalisation dépend de la capacité à pouvoir produire des mouches stériles en grande quantités (Vargas, 1989), mais aussi du succès reproducteur important c’est-à-dire de la capacité des mâles stériles à pouvoir s’accoupler avec des femelles sauvages et donc à concurrencer les mâles fertiles sauvages (Juro et al., 2004 ; Sookar et al., 2014).

Mouche orientale des fruits : Bactrocera dorsalis

Répartition géographique : Bactrocera dorsalis (Hendel) est originaire de la région sud-est de l’Asie (Drew et Hancock, 1994). La mouche orientale B. dorsalis a été observée pour la première fois en 1946 à Hawaii (Manoto et Mitchell, 1976). C’est un ravageur polyphage avec une large gamme d’hôtes qui s’est propagé dans de nombreuses régions du monde comme l’Amérique Centrale, le sud-est des USA, la plupart des îles du Pacifique et l’Afrique subsaharienne (Stephens et al., 2007). Il a été observé pour la première fois en Afrique, au Kenya en 2003 (Lux et al., 2003) et identifié en tant que Bactrocera invadens. La propagation de ce ravageur en Afrique s’est faite assez rapidement en partant de l’Afrique de l’Est (Kenya, Tanzanie, Soudan de 2003 à 2004) jusqu’en Afrique de l’Ouest (Benin, Togo, Sénégal, Ghana et Nigéria de 2004 à 2005) en passant par l’Afrique centrale (Cameroun en 2004) (Drew et al., 2005) et son appartenance au complexe d’espèces B. dorsalis fût clarifiée.
Description systématique et morphologique : Bactrocera dorsalis est un insecte appartenant à l’ordre des diptères et comportant 6 stades de développement qui sont : œuf, trois stades larvaires, pupe et adulte (Clarke et al., 2005). Les larves ou asticots sont acéphales, apodes présentant des stigmates postérieurs, antérieurs et des crochets buccaux qui évoluent selon les stades de développement (Anderson, 1963 ; Gomina, 2015). Les adultes mâles et femelles se différencient à l’œil nu par la présence d’un ovipositeur chez la femelle (Lux et al., 2003). Les adultes ont un thorax sombre ou noir, des bandes jaunes longitudinales, des liserés sur les ailes et une tâche sombre en forme de « T » sur l’abdomen (Drew et Hancock, 1994). La classification taxonomique de B. dorsalis (Hendel) est comme suit (Robinson, 1989) : Embranchement : Arthropodes; Classe : Insectes; Ordre : Diptères; Famille : Tephritidae; Sous-famille : Dacinae; Genre : Bactrocera;. Espèce : Bactrocera dorsalis (Hendel)

Stratégies de lutte contre B. dorsalis

La principale stratégie de lutte contre les mouches des fruits est l’utilisation des pesticides tels que les organochlorés, les organophosphorés, les carbamates et les pyréthrinoïdes (Skouras et al., 2007 ; Kakani et Mathiopoulos, 2008 ; Margaritopoulos et al., 2008 ; Vontas et al., 2011) . Les nombreux problèmes causés par cette méthode qui sont entre autre la pollution de l’environnement, la dose de résidus dans les fruits et légumes, la courte durée d’efficacité, la résistance des mouches (Hsu et al., 2004 ; Hsu et al., 2006 ; Hsu et al., 2008 ; Skouras et al., 2007), ont orienté les recherches vers une nouvelle forme de lutte qui est la lutte biologique. Il y a également les mesures prophylactiques qui consistent à ramasser les fruits (mangues) piqués et tombés puis les sécher dans un sachet noir fermé hermétiquement (Gomina, 2015).

Champignon entomopathogène : Metarhizium anisopliae

Historique de l’utilisation de l’entomopathogène M. anisopliae : Cette méthode alternative de lutte contre les mouches des fruits (à tous les stades) est devenue de plus en plus importante. Le champignon Metarhizium anisopliae a été d’abord décrit par Metschnikoff en 1879 comme Entomophthora anisopliae puis Sorokin en 1883 lui attribua le genre Metarhizium (Zimmermann, 2007). M. anisopliae est l’un des premiers champignons entomopathogènes les plus utilisés au monde pour la lutte contre les insectes ravageurs .
Description morphologique et systématique : Le genre Metarhizium est défini par l’agencement des chaînes porteuses de phialides, et par les colonies de conidies cylindriques ou légèrement ovotides, sèches et généralement de couleur verte. Les colonies sont formées d’une agrégation de ces chaînes conidiennes(Zimmermann, 2007). Metarhizium anisopliae est défini par des conidiophores de longueur variable, relativement courts, irrégulièrement ramifiés ou non et arrangés en groupes compacts formant une masse de spores allongées avec des côtés parallèles (Bischoff et al., 2009). Le mycélium apparait blanc lorsqu’il est jeune et devient vert foncé après la maturation des spores (Bischoff et al., 2009). Il existe deux formes de M. anisopliae dont la différence se base sur la taille des conidies : (1) la forme M. anisopliae var. anisopliae à spores courtes, dont les conidies mesurent de 5 à 8 μm de longueur et (2) la forme M. anisopliae var. majus à spores longues, dont les conidies mesurent de 10 à 14 μm de longueur. La classification taxonomique est définit comme suit (Bischoff et al., 2006) : Règne : Fungi, Embranchement : Dikarya, Sous-embranchement : Ascomycota, Classe : Pezizomycotina, Ordre : Hypocreales, Famille : Clavicipitaceae, Genre : Metarhizium Espèce : Metarhizium anisopliae.

Table des matières

CHAPITRE I : SYNTHÈSE BIBLIOGRAPHIQUE
I.1. Lutte biologique
I.1.1. Bref historique de la lutte biologique
I.1.2. Stratégies de luttes biologiques existantes
I.1.3. Lutte biologique par augmentation via des lâchers inondatifs : le cas de la contamination
d’insectes ravageurs par des biocides
I.1.4. Transmission de biocides aux insectes ravageurs
I.2. Mouche orientale des fruits : Bactrocera dorsalis
I.2.1. Répartition géographique
I.2.2. Description systématique et morphologique
I.2.3. Cycle de développement
I.2.4. Dégâts
I.2.5. Stratégies de lutte contre B. dorsalis
I.3. Champignon entomopathogène : Metarhizium anisopliae
I.3.1. Historique de l’utilisation de l’entomopathogène M. anisopliae
I.3.2. Description morphologique et systématique
I.3.3. Principaux hôtes du champignon
I.3.4. Cycle de développement .
CHAPITRE II : MATÉRIEL ET MÉTHODES
II.1. Matériel
II.2. Méthodes
II.2.1. Conduite des élevages de Bactrocera dorsalis au laboratoire
II.2.2. Tests préliminaires
II.2.2.1. Test de germination des spores
II.2.2.2. Test d’émergence des mouches et d’accouplement
II.2.3. Dispositif de contamination avec la poudre de M. anisopliae
II.2.4. Observation de l’effet de la contamination et de la stérilité sur les accouplements
II.2.5. Évaluation de la transmission de M. anisopliae du mâle à la femelle
II.2.6. Étude de l’impact de la stérilité et de la contamination sur le succès reproducteur des mâles.
II.2.7. Analyse des données
CHAPITRE III : RÉSULTATS ET DISCUSSION
III.1. Résultats
III.1.1. Évaluation du potentiel de germination des conidies.
III.1.2. Évaluation de la quantité de spores retenues par les mouches
III.1.3. Évaluation de la qualité des lots de mouches stériles reçus
III.1.4. Étude de l’impact de la stérilité et de la contamination sur le comportement d’accouplement
des mouches
III.1.5. Évaluation de la durée de vie des mouches après contamination
III.1.6. Étude de l’impact de la stérilité et de la contamination sur le succès reproducteur des mâles
III.2. DISCUSSION
CONCLUSIONS ET PERSPECTIVES
RÉFÉRENCES BIBLIOGRAPHIQUES