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Mécanismes de LIS1 dans les progéniteurs neuraux
contribuant aux malformations de développement du cortex
Généralités du développement du cortex cérébral
Formation du neuroépithélium et des cellules souches neurales
Le développement du SNC débute juste après la gastrulation, la transformation de l’embryon en une structure possédant 3 feuillets cellulaires embryonnaires : l’ectoderme, le mésoderme et l’endoderme. Des cellules du mésoderme médial (cellules du centre organisateur) sécrètent alors des facteurs qui vont engager les cellules de l’ectoderme sus-jacent vers un processus s’appelant l’induction neurale (Darnell and Gilbert, 2016; Hemmati-Brivanlou and Melton, 1997; Wilson and Edlund, 2001). Chez le xénope, plusieurs molécules inductrices ont été mises en évidence, telles que la Follistatine, Noggin, Chordin, Xnr3 et Cerberus (Harland, 2000). Ces cellules induites seront les premières cellules souches qui donneront naissances à toutes les cellules du SNC. Les cellules de l’ectoderme ainsi engagées dans un destin cellulaire neural vont donner naissance au neurectoderme, ou neuroépithélium. Puis, le neuroépithélium va s’épaissir, et les bords latéraux vont se surélever et se rejoindre (Greene and Copp, 2014; Nikolopoulou et al., 2017), formant un « tube » à l’intérieur de l’embryon entre l’ectoderme et le mésoderme sous-jacent formant ainsi le tube neural (Figure 1). Ce phénomène débute à E8.5 chez la souris et lors de la troisième semaine de développement chez l’humain. La fermeture commence vers la région rostrale de l’embryon, puis va se poursuivre vers les extrémités rostrales et caudales. Les pathologies liées à des troubles de fermeture du tube neural peuvent avoir différents degrés de sévérité. Les anomalies de fermeture antérieures ou rostrales sont souvent létales (induisant des anencéphalies), alors que les anomalies de fermeture postérieures entraînent des spina bifida, caractérisées par une moelle épinière non protégée par les vertèbres et exposée (seulement recouverte par la peau du dos) (Greene and Copp, 2014). Le tube neural va ensuite changer de morphologie globale pour donner forme aux différentes vésicules précoces du SNC, formant ainsi en suivant l’axe rostro-caudal : le télencéphale (à l’origine des hémisphères cérébraux), le diencéphale (qui donnera naissance entre autres au thalamus, à l’hypothalamus et à la glande pinéale), le mésencéphale (qui donnera naissance à la partie supérieure du tronc cérébral contenant notamment l’aire tegmentale ventrale et le raphé médian), le métencéphale (qui se développera en pont et cervelet), le myélencéphale (partie inférieure du tronc cérébral ou bulbe rachidien), et enfin la moelle épinière. Dans le cadre de mon doctorat, nous nous concentrerons sur la partie dorsale du télencéphale, à l’origine du cortex cérébral. 6 À ce stade précoce suivant la fermeture du tube neural, le neuroépithélium est composé de cellules souches neurales : les cellules neuroépithéliales (NEs). Les NEs, à l’instar d’autres cellules épithéliales, présentent une polarité apico-basale, avec une morphologie ovoïde bipolaire due à un corps cellulaire massif au centre, et deux processus fins donnant une forme effilée aux extrémités et connectant la lumière via la surface ventriculaire et la membrane basale à la surface piale (Farkas and Huttner, 2008). Ces cellules sont à l’origine de l’expansion du tube neural en différentes vésicules grâce à leur capacité à produire des divisions amplificatrices symétriques (Huttner and Kosodo, 2005). Ces cellules expriment le filament intermédiaire Nestine (marqueur épithélial), le facteur de transcription Sox2 et les acteurs de la voie de signalisation Notch-Delta. Enfin, ces cellules sont jointes par des jonctions serrées dépendantes de l’Occludine (Aaku-Saraste et al., 1996). Bien que découvertes en 1889 par His (Die Neuroblasten und deren Entstehung im embryonalen Mark, 1889), c’est Sauer en 1935 qui fera une Figure 1 : Formation du tube neural chez l’embryon de poulet. L’ectoderme, sous l’influence de facteurs sécrétés par le mésoderme médial, va se transformer en neuroépithélium (a) et va s’épaissir sur les bords latéraux (b), les bourrelets neuraux vont se soulever et progressivement se rapprocher (c). La fusion des deux bords va permettre l’individualisation du tube neural par rapport au reste de l’ectoderme (d). La fermeture commence vers la région rostrale de l’embryon et continue telle une fermeture éclair en rostral et caudal. NP : plaque neurale (neural plate), SE : épiderme de la peau (skin epidermis), NT : tube neural (neural tube), Head : tête, Tail : queue (Darnell and Gilbert, 2016). 7 découverte fondamentale sur le mode de division des NEs (Sauer, 1935) : les NEs migrent au sein du neuroépithélium lors du cycle cellulaire, s’éloignant et se rapprochant de la lumière du tube neural pour réaliser la mitose au contact de cette dernière. Sauer contredira les premières descriptions du neuroépithélium, faisant référence à différents types cellulaires en justifiant la présence de différentes morphologies cellulaires comme étant à l’origine de la conception initiale erronée de l’existence de plusieurs couches cellulaires. En effet, le neuroépithélium est composé d’une seule couche de cellules très polarisées dont les corps cellulaires migrent entre le pôle apical (intérieur du tube) connecté à la lumière du tube neural (et donc le ventricule, contenant le liquide céphalo-rachidien) et le pôle basal (extérieur du tube) vers la membrane basale (Götz and Huttner, 2005; Sauer, 1935; Taverna et al., 2014), donnant ainsi au tissu sa nature pseudostratifiée. La mitose prend place exclusivement au contact de la lumière, alors que la phase S durant laquelle la cellule duplique son matériel génétique prend place au pôle basal du tube. Inévitablement, la phase G1 voit le noyau des NEs réaliser un mouvement apico-basal vers la surface piale, et la phase G2, un mouvement baso-apical en direction du la surface ventriculaire. Ce phénomène sera qualifié de migration nucléaire intercinétique (INM, interkinetic nuclear migration, Figure 2). L’INM est un processus conservé au cours de l’évolution et se retrouve chez les invertébrés (développement des ailes chez la drosophile), et également dans le développement de divers organes chez les vertébrés, comme le cristallin, le foie, les poumons et le pancréas pour nommer quelques exemples (Spear and Erickson, 2012). Une hypothèse discutée est qu’il s’agit d’un mécanisme adaptatif permettant de ségréger les cellules en fonction du moment du cycle cellulaire, d’augmenter le nombre total de cellules en utilisant l’espace efficacement, puisque le volume cellulaire est plus grand lors de la division cellulaire (Miyata, 2008; Spear and Erickson, 2012). C’est ce qui va permettre aux NEs d’amplifier leur nombre de manière rapide et efficace via des divisions symétriques jusqu’au début de la neurogenèse (Figure 3). L’INM permettrait également de réguler l’intensité de l’activité de la voie de signalisation Notch-Delta, ce qui aurait un rôle direct sur la neurogenèse (Del Bene et al., 2008; Figure 2 : Cellules neuroépithéliales et migration nucléaire intercinétique. La position des NEs au sein du neuroépithélium et la phase du cycle cellulaire dans laquelle elles se trouvent sont intimement liées. Les NEs dupliquent leur matériel génétique durant la phase S à la surface piale (externe), puis migrent vers la surface ventriculaire durant la phase G2. La mitose se passe au contact de la surface ventriculaire, puis les noyaux des deux NEs filles migreront vers la surface piale durant la phase G1 pour débuter un nouveau cycle (adaptée de Kulikova et al., 2011). 8 Latasa et al., 2009; Murciano et al., 2002). En effet, il y a un gradient apico-basal au sein des NEs, avec une concentration de Notch plus élevée au pôle apical. Déprimer la protéine motrice Dynactin-1 chez la drosophile altère la migration nucléaire des NEs dans la rétine du poisson zèbre, entraînant une migration vers le pôle basal plus rapide et plus profonde, et une migration vers le pôle apicale plus lente, ce qui diminue la densité de cellules se trouvant au pôle apical. Ce faisant, les cellules mutantes sont moins exposées à la signalisation Notch-Delta, ce qui entraîne une entrée précoce dans la voie de la différenciation neuronale, produisant précocement des neurones au détriment de l’amplification des NEs, entraînant une diminution du pool de progéniteurs (Del Bene et al., 2008). Enfin, une explication potentielle de la localisation apicale des mitoses vient du fait que le centrosome se trouve à la base du processus apical (Lepanto et al., 2016), compte tenu du rôle de l’importance cruciale des centrioles dans la formation du fuseau mitotique (di Pietro et al., 2016). En effet, pendant l’interphase, le cil primaire, petit organite lié aux centrioles se situant au pôle apical des NEs, permet aux cellules de recevoir et intégrer les signaux circulant dans le liquide ventriculaire (Louvi and Grove, 2011), notamment en régulant la voie de signalisation Sonic HedgeHog (SHH) (Álvarez-Satta et al., 2019a). Le corps basal, structure fondamentale du cil primaire, est composé en partie par le centriole mère (Figure 4), ancrant le centrosome au pôle apical. Une étude récente montre que la position du centrosome au pôle apical des NEs est dépendant de la protéine centrosomale CEP83 qui permet à la centriole-mère de s’ancrer (Shao et al., 2020). Les mitoses se passent donc au niveau apical, où se trouvent les centrosomes après la résorption des cils. Figure 3 : Illustration de l’effet de l’organisation des NEs pratiquant l’INM. L’organisation des NEs en neuroépithélium pseudostratifié permet d’optimiser l’espace présent et d’augmenter la densité cellulaire. À cause de la morphologie allongée des NEs, si les cellules étaient organisées en épithélium monostratifié, agencées en colonnes, beaucoup d’espace ne serait pas utilisé. L’organisation en épithélium pseudostratifié permet aux NEs de combler les espaces vides, et d’avoir des cellules au contact du ventricule, au contact de la surface piale, et entre les deux (adaptée de Spear and Erickson, 2012).
Cellules gliales radiaires apicales et transformation du neuroépithélium
Le début de la neurogenèse, aux alentours de la 5ème et 6ème semaine de développement chez l’humain (Howard et al., 2008; Meyer et al., 2000; Zecevic, 2004) et E10.5 chez la souris (Dennis et al., 2016), marque le moment à partir duquel les NEs vont cesser de réaliser exclusivement des divisions symétriques amplificatrices, mais vont commencer des divisions asymétriques produisant deux cellules filles différentes : par exemple une NE et un neurone (Götz and Huttner, 2005; Huttner and Kosodo, 2005). Les neurones vont migrer vers le pôle basal, et se faisant, changer la nature du neuroépithélium en un tissu similaire à un mésenchyme (Kim et al., 2017; Singh and Solecki, 2015). Les tout premiers neurones à être générés, principalement des cellules de Cajal-Retzius que je décrirai plus bas, formeront Figure 4 : Cil primaire et centrosome. Le cil primaire est un organite apparenté au flagelle, présent à la surface membranaire en une copie unique. Il consiste en neuf doublets de microtubules (axonème) qui naissent à partir du centriole mère au niveau du corps basal, entouré par la membrane ciliaire, contiguë avec la membrane plasmique, qui est enrichie en composants signalisants, tels que des récepteurs membranaires. Les protéines adressées au cil primaire sont assemblées en particule de transport intraflagellaire (TIF) et migrent le long de l’axonème vers la pointe du cil (TIF antérograde) ou vers le corps basal (TIF rétrograde) lors d’un processus médié par les protéines motrices kinésine-2 et Dynéine-2 (adaptée de Álvarez-Satta et al., 2019). 10 une couche primitive nommé la pré-plaque (preplate) (Meyer et al., 2000). Puis, la production et la migration des neurones vont augmenter l’épaisseur de la paroi corticale. Cet épaississement du cortex au fil de la neurogenèse va voir ce dernier être subdivisé en plusieurs régions distinctes : la zone ventriculaire (VZ, ventricular zone), la zone sous-ventriculaire (SVZ, subventricular zone), la zone intermédiaire (IZ, intermediate zone) et la plaque corticale (CP, cortical plate) (Figure 5). La pré-plaque sera alors séparée en deux couches, la sous-plaque (subplate) et la zone marginale (MZ, marginal zone), et auront toutes les deux des rôles très importants pour le développement cortical (Molnár et al., 2006). Nous verrons plus tard que chez certaines espèces comme les primates et d’autres espèces gyrencéphaliques, la SVZ peut être subdivisée en deux zones distinctes. Au même moment, les NEs vont se transformer en un nouveau type cellulaire, les cellules gliales radiaires apicales (aRGs, apical radial glial cells), appelées également « glie radiaire apicale » ou progéniteurs apicaux (Florio and Huttner, 2014; Götz and Huttner, 2005; Taverna et al., 2014). Elles sont très semblables aux NEs, elles expriment Sox2, Nestine et Notch. Elles sont également polarisées, en possédant un processus apical avec un cil primaire dirigé vers le ventricule et un processus basal qui va connecter la surface piale. Ce processus basal va s’allonger autant que l’épaisseur de la paroi corticale grandira avec la production continue de neurones (Kriegstein and Alvarez-Buylla, 2009). De plus, ces cellules réaliseront également l’INM, bien que leurs somas restent confinés au sein de la VZ. En effet, tandis que le soma des NEs migre de la surface ventriculaire à la surface piale, parcourant l’épaisseur de la paroi corticale, le soma des aRGs migre seulement vers la partie basale de la VZ pour la phase S. Des expériences d’interférence à l’ARN dans les aRGs de rat ont permis de mettre en évidence une partie des mécanismes moléculaires responsables de cette migration (Kulikova et al., 2011; Spear and Erickson, 2012; Tsai et al., 2010). En effet, l’INM, qu’il s’agisse des NEs ou des aRGs, est un processus qui dépend de deux moteurs moléculaires dépendant des microtubules qui vont faire migrer le noyau, un pour le mouvement apical (lors de la phase G2), et l’autre pour le mouvement basal (pendant la phase G1). Compte tenu de la position du centrosome dans la cellule, dû à l’ancrage du centriole-mère au pôle apical, les pôles des microtubules ont des positions « fixes » dans les cellules. Donc, pour faire migrer le noyau vers le pôle – des microtubules, il faudra un moteur protéique dirigé vers le pôle -, et de même il faudra un moteur protéique dirigé vers le pôle + (Nulty et al., 2015, Figure 6). Ainsi, chez la souris, il a été démontré que le mouvement apico-basal durant la phase G1 a besoin l’action de la protéine motrice Kinésine-3 Kif1a, et le mouvement baso-apical de la phase G2 est dépendant de la dynéine (Tsai et al., 2010). Cette activité de la dynéine semble être régulée par LIS1. La répression de l’expression du gène Lis1 chez le rat par électroporation in utéro d’un shRNA (petit ARN à 11 Figure 5 : Développement du cortex cérébral humain. Sont indiqué dans cette figure tous les groupes cellulaires impliqués dans la neurogenèse lors du développement cortical. Les aRGs, positionnés dans la VZ, peuvent s’auto-amplifier et donner naissance à des neurones qui vont migrer le long de leurs processus basaux pour rejoindre la CP, ou des progéniteurs basaux localisés dans la SVZ, les IPs (iSVZ) et les bRGs (oSVZ), qui comme les aRGs peuvent s’auto-amplifier ou donner naissance à des neurones. Les bRGs sont principalement présent dans les espèces gyrencéphaliques et sont très rares dans les espèces lissencéphaliques. Les cellules de Cajal-Retzius, localisées dans la MZ, sécrètent la Reeline, facteur critique pour la bonne migration et organisation des neurones dans la plaque corticale (adaptée de Penisson et al., 2019). 12 épingle à cheveux, Short hairpin RNA, entraînant la destruction d’un ARNm cible) bloque les aRGs en position haute et les empêche de migrer vers la surface ventriculaire (Tsai et al., 2005).
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