Les mécanismes de biosynthèse des carraghénanes

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Les Rhodophycées et Solieriacées

Les Rhodophycées ou algues rouges sont des organismes eucaryotes du royaume des végétaux et font partie du phylum des Rhodophycées. Elles représentent environ 4000 espèces réparties sous 70 genres différents. Ces espèces se différencient par des caractères distincts au niveau de la paroi cellulaire et de la composition en pigments. La paroi est composée de cellulose, manannes et/ou de xylanes structurant la partie fibrillaire et de galactanes sulfatés pour la mucilagineuse (de Reviers, 2003b). La composition pigmentaire est également caractéristique car il a été répertorié différents types de pigments tels que les phycobiliprotéines (la phycoérythrine, la phycocyanine et la allophycocyanine), les caroténoïdes (le ε-carotène et le β-carotène) et des xanthophylles (la lutéine et la zéaxanthine).
Ce phylum est divisé en huit classes selon les données d’Algaebase, dont deux qui se démarquent par la quantité d’espèces qu’elles renferment. La classe des Bangiaceaes regroupent 164 espèces et celle des Florideophyceaes 6 281. Cette dernière englobe 29 ordres dont celui des Gigartinales qui comprend 820 espèces dont Solieria chordalis. Il s’agit du deuxième ordre le plus important après celui des Céramiales (2 493 espèces). Ce phylum se distingue par certains caractères cytologiques, morphologiques et biochimiques. Malgré un ensemble de caractères communs entre les classes de Rhodophycées, ceux-ci présentent une très grande diversité les divisant et laissant penser à une évolution indépendante au niveau de leur structure, de l’appareil végétatif et de leurs mécanismes de reproduction. Selon la littérature, la reproduction sexuée est décrite chez les algues rouges comme trigénétique haplodiplontique (De Reviers, 2003 ; Burlot 2017). Elle est régie par trois générations cellulaires qualifiées de gamétophytes, carposporophytes et tétrasporophytes. Les Bangiophycées comprennent trois ordres. Les Porphyridiales présentent une morphologie unicellulaire ou pluricellulaire due au regroupement de cellules sous forme de colonies formant une structure filamenteuse. Cet ordre ne possède pas de reproduction sexuée. Les Bangiales présentent une structure semblable mais se différencient par le caractère de reproduction sexuée. Enfin, les Compsopogonales présentent une croissance en position terminale et la présence de nombreux plastes sans pyrénoïdes.
L’ordre des Floridées comprend la majeure partie des algues rouges et avec huit sous-ordres dont les Gigartinales dont découle le genre Solieria. Les caractères différenciants sont présentés dans le Tableau II. Les Floridées se caractérisent par une morphologie possédant des cladomes et une croissance au niveau apicale. Cet ordre se distingue également par un cycle de reproduction trigénétique avec formation de carposporophyte et la présence de carpogone. L’ensemble des familles de Rhodophyceae possèdent des cystocarpes contenant des cellules à proximité des carpogonium, cette caractéristique est différenciée chez deux familles, les Furcellariaceae et les Solieriaceae, qui présentent des cellules auxiliaires formant un système tubulaire appelé également « filaments connectant » permettant le transport de la cellule diploïde.

L’espèce Solieria chordalis

Le genre Solieria a été identifié en 1842 par Jakob Georg Agardh, célèbre botaniste suédois, en découvrant l’espèce Solieria chordalis sur les côtes Sud de l’Espagne. L’espèce Solieria chordalis fut ensuite identifiée en 1976 sur les côtes britanniques lors de l’inventaire des botanistes Farnham et Jephson (Farnham et Jephson 1976). Cependant, ce nouveau nom d’espèce fut définitivement accepté qu’à partir de 1993 (Fredericq et al., 1999). Les études menées durant une trentaine d’années sur le genre Solieria ont permis d’identifier six nouvelles espèces (S. anastomosa, S. dichotoma, S. filiformis, S. jaasundii, S. tenuis et S. pacifica) qui s’ajoutent au référencement de 1982 qui comptait déjà quatre espèces : S. robusta, S. tenera, S chordalis et S. dura présentées dans le Tableau III (Algaebase 2015).
L’environnement favorisant le développement des Soleriaceae a été décrit comme étant un milieu situé dans les zones tempérées ou subtropicales chaudes. Ces zones sont caractérisées par des périodes de chaleurs élevées interrompues par des périodes de températures qualifiées de douces. Ces zones météorologiques sont aussi caractérisées par des périodes de fortes précipitations entrainant une grande variation de salinité (26 à 35 g/L) et d’apports en nutriments dans le milieu par la lixiviation (Floc’h et al., 1987).

Morphologie

Morphologie macroscopique

Solieria chordalis (C. Agardh) J. Agardh est connue pour présenter une pigmentation rouge vive pouvant évoluer jusqu’au pourpre en fonction de son stade de croissance. Sa morphologie est reconnaissable par la présence d’une succession d’axes principaux de quelques mm (1 à 3) de diamètre présentant une extrémité pointue et pouvant atteindre les 15 à 20 cm de longueur à leur stade le plus développé (Photo 3). La taille et la morphologie de cette algue est cependant variable au cours de sa croissance. La partie basale du thalle, également nommée haptère est composée d’un enchevêtrement d’axes. Cette partie basale se forme autour du crampon du thalle, permettant à l’algue de se fixer sur son substrat. La croissance de l’algue la rendant plus fragile vis-à-vis des phénomènes naturels, la formation de l’haptère joue le rôle de protection et de solidification du point de fixation. De cette partie basale, se développent différents axes principaux qui croissent au cours du cycle de vie. La morphologie de l’algue est aussi caractérisée par la présence de ramification le long des axes principaux. L’organisation de ces ramules est hétérogène avec un arrangement des jonctions en quinconce. Au cours du cycle de vie, la taille des ramules croit et peut atteindre plusieurs centimètres. La morphologie macroscopique étant évolutive, celle-ci se confond à certains stades de son développement avec d’autres espèces de l’ordre des Gigartinales.

Morphologie microscopique

La description de la morphologie microscopique de S. chordalis est importante pour sa différenciation. L’observation d’une coupe transversale de l’axe du thalle permet d’observer une organisation structurelle différenciée. Un thalle par sa coupe transversale va présenter une structure cylindrique remplie. L’appareil végétatif de Solieria s’organise autour de la médulla, partie centrale, présentant une structure filamenteuse imbriquée. Autour de la médulla, de nombreuses cellules de structures grossières et incolores semblent graviter. Celles-ci sont reconnues comme étant les cellules du parenchyme. Cette organisation se termine à l’extérieur par la présence d’une couche fine de cellules corticales reconnaissables du fait de la présence de plastes leur donnant cette coloration pourpre Figure 3.

Reproduction des Solieriacées :

Selon de Reviers (2003), le cycle de vie de l’algue fait intervenir l’ensemble des étapes intervenant dans le développement d’une espèce. Parmi celles-ci, l’étape de reproduction est importante du fait qu’elle permet de pérenniser l’espèce. Chez les Rhodophycées, cette étape a été très décrite. Il a été observé deux mécanismes de reproduction variant d’une espèce à une autre : la reproduction sexuée et la reproduction asexuée. Ces deux mécanismes sont présents conjointement chez les Soliériacées.
La présence de ces deux mécanismes chez Solieria chordalis a été confirmé au travers des études menées par Gabrielson et Hommerset (1982) et Floc’h et al. (1987). Les premiers auteurs ont notamment observé la présence de système reproducteur au niveau de la paroi externe de l’algue, à partir des cellules corticales, témoin du développement de mécanismes sexués. Floc’h et al. (1987) ont observé par culture in-vivo, une multiplication de l’espèce dans le milieu au travers du développement de ramules et de la division des thalles. Ces observations signifient la présence d’un second mécanisme qualifié d’asexué.

Mécanisme de la reproduction sexuée

En période de reproduction, les thalles de Solieria chordalis « mâles » libèrent des gamètes haploïdes (n chromosomes) appelés spermaties. Les spécimens femelles présentent des gamètes également haploïdes, nommés oosphères, contenus au sein du carpogone présentant une structure allongée formant le trichogyne. Lors de la fécondation et de la rencontre des deux gamètes haploïdes, il y a formation d’un carposporophyte diploïde (2n chromosomes). Le carposporophyte formé va par la suite libérer des carpospores diploïdes dans le milieu environnant. Ceux-ci en se déposant sur le substrat vont germer et former un individu diploïde qualifié de tétrasporophyte. Les tétrasporophytes possèdent des organes reproducteurs divisés, les tétrasporocystes, ceux-ci par méiose vont expulsés des tétraspores (haploïdes), Figure 4. De la même manière que les carpospores, les tétraspores libérés vont germer et entraîner le développement de nouveaux individus haploïdes mâles ou femelles (de Reviers, 2003). Les gamètes mâles n’étant pas flagellés, leur transport vers les gamètes femelles est limité. Leur déplacement est dépendant des courants marins principalement. De ce fait, certaines espèces ont développé d’autres mécanismes de reproduction afin de compenser la reproduction sexuée.

Mécanisme de la reproduction asexuée

Au cours du développement, les ramules formés par les tétrasporophytes se séparent du thalle adulte. Ceux-ci sont transportés dans le milieu et se retrouvent parfois déposer sur leur substrat leur permettant de se développer et former un thalle juvénile. Cette capacité de multiplication cellulaire est très étudiée en algoculture car elle permet de développer une matière première à partir de fragments sur des supports permettant leur croissance.
Il a été également observé chez S. chordalis la formation de protubérances cellulaires au niveau des filaments. Celles-ci se détachent du thalle adulte et se développent formant un thalle juvénile. Contrairement à la reproduction sexuée qui permet une reproduction très localisée, la multiplication végétative permet à l’espèce de pouvoir étendre son développement sur des surfaces plus importantes lui conférant un avantage pour son évolution.

Métabolisme des algues

Le fonctionnement des végétaux est régi par le métabolisme primaire. Le bon fonctionnement de ce métabolisme est dépendant d’un certain nombre de molécules dites « primaires » jouant un rôle au niveau du développement cellulaire, de la structure, du transfert d’énergie et de la reproduction (Masheck et Baker, 2008). En parallèle, les végétaux produisent également des molécules dites « secondaires » associées à de nombreuses interactions entre les organismes qui les élaborent, les autres organismes dans l’environnement et les paramètres environnementaux. Ils sont les outils principaux de la coévolution des plantes avec les êtres vivants et on les retrouve à tous les niveaux du vivant. Deux axes de coévolution sont privilégiés : celui de la coopération se traduisant par un partenariat entre plantes et animaux ; le second axe d’opposition considéré comme arme chimique vis-à-vis de prédateurs ou de parasites (Guignard, 2000). Gerwick et al. (1989) définissent les « métabolites secondaires » comme des composés qui n’interviennent pas dans le développement ou la maintenance de l’organisme. Ces composés ont un effet allélopathique défini comme ayant « tout effet direct ou indirect, positif ou négatif, d’une plante sur une autre par le biais de composés libérés dans l’environnement » (Rice, 1984). Cependant, certaines molécules tels que les phytostérols appartenant au groupe des métabolites secondaires peuvent également avoir un rôle dans le développement cellulaire.
L’Encyclopédie des gènes et génomes de Kyoto est une importante ressource bio-informatique. Celle-ci a servi de base de données pour réaliser une représentation des différentes voies métaboliques présentant les interactions inter-organismes, les relations et les réactions intermoléculaires ainsi que les structures des métabolites primaires et secondaires. Les mécanismes de biosynthèse des métabolites secondaires sont souvent régis par l’addition de groupements fonctionnels (groupement alcool) ou de modifications structurales tel que l’halogénation, l’oxydo-réduction et la modification stéréochimique.

Les métabolites primaires

Les macroalgues présentent une composition minérale diversifiée avec la présence de 56 minéraux ou traces d’éléments différents qui jouent un rôle dans le développement physiologique de l’organisme (Philpott et Bradford, 2006). Elles sont notamment riches en fer, calcium, iode, vitamines, protéines (environ 48%) et composés naturels antioxydants (Ismail et Hong, 2002, Mendis et Kim, 2011). Les algues sont également connues pour être majoritairement composés de polysaccharides (50 à 60%) impliqués dans la structure cellulaire de l’organisme. Ces polysaccharides du fait de leur non digestibilité ont des propriétés intéressantes au niveau nutritionnel comparable aux fibres présentes chez les végétaux (Lahaye 2001, Burtin, 2003, Mendis et Kim, 2011). Les macroalgues présentent également un contenu en acides gras polyinsaturés intéressants, notamment oméga 3 (ω-3) et oméga 6 (ω-6) malgré un niveau en lipides assez faible (1 à 5%) (Philpott et Bradford, 2006).

Minéraux

Les algues puisent dans la mer une grande richesse d’éléments minéraux. Les trois grands embranchements d’algues (Phéophycées, Chlorophycées et Rhodophycées) sont à peu près équivalents en quantité de matières minérales totales. On peut noter, cependant, un léger avantage chez les algues brunes et les algues rouges (jusqu’à 36% de la masse sèche) devant les algues vertes (jusqu’à 30%). La fraction minérale peut représenter jusqu’à 36% de la masse sèche. La diversité des éléments présents est grande. Les algues présentent une composition plus riche en calcium, fer et cuivre par rapport aux plantes terrestres (MacArtain et al. 2007). Aux côtés des macroéléments Sodium, Calcium, Magnésium, Potassium, Chlore, Soufre, Phosphore, on trouve également une multitude d’oligo-éléments essentiels tels que l’Iode, le Fer, le Zinc, le Cuivre, le Sélénium, le Molybdène, le Fluor, le Manganèse, le Bore, le Nickel, le Cobalt, les six premiers de cette liste étant des oligo-éléments essentiels à risque de carence. 1,5 milliards de personnes dans le monde sont touchées par une carence en iode, l’intérêt de l’algue comme apport occasionnel dans l’alimentation ou comme ingrédient de supplémentation est évident (Rey-Crespo, López-Alonso et Mireta, 2014 ; Kalasariya et al., 2016). Les Laminariales et les Fucales peuvent respectivement accumuler sous forme majoritaire d’iode minéral de 1500 à 8000 ppm et de 500 à 1000 ppm sur sec. Sauf exception, les teneurs dans les algues rouges et vertes sont plus modestes (100 à 300 ppm sur sec).
La biodisponibilité diffère en fonction de l’espèce, ainsi que du traitement de l’aliment. L’iode, après ingestion de Laminaria japonica (Phéophycées, Laminariales) est absorbé à 98% par le rat et assimilé à 100% par l’homme, ce qui prouve une biodisponibilité quasi totale. La supplémentation en iode par les algues nécessite un contrôle rigoureux de la récolte et une gestion maîtrisée des lots d’algue en fonction de la saison pour atténuer les variations saisonnières. La carence en iode est un problème majeur par son extension dans le monde et la gravité de ses conséquences. Cette carence constitue la principale cause de retard mental dans le monde. On estime que la prévalence du goitre dans la population mondiale est estimée à 12,56 % (Valeix et al., 2002).
En France, la consommation moyenne de calcium est de 900 mg/jour mais ce chiffre masque une grande variabilité individuelle qui expose des groupes importants (femmes enceintes, adolescents, personnes âgées) à un risque de carence. Les algues constituent une des sources végétales de calcium les plus importantes avec des teneurs pouvant atteindre 7% de la masse sèche chez les macroalgues. Encore plus intéressant, l’algue rouge Lithothamnium calcareum ou maërl (Rhodophycée, Corallinales) aux parois imprégnées de carbonate de calcium contient de 25 à 34% de calcium. Son utilisation principale était l’amendement calcaire des sols. Elle apparaît également sur le marché des compléments alimentaires minéraux et des cosmétiques. La biodisponibilité du Calcium du Maërl, liée entre autres à sa solubilisation dans les conditions gastriques (pH = 1,5) est démontrée. Lithothamnium calcareum a reçu un avis favorable en 1996 à son emploi dans des compléments alimentaires par la Direction Générale de la Concurrence, de la Consommation et de la Répression des Fraudes (non publié) et à son incorporation dans la fabrication de pains spéciaux (BID n° 4/99-079) mais depuis interdite à la récolte. Palmaria palmata (Rhodophycées) et Undaria pinnatifida (Phéophycées) contiennent 20 fois plus de calcium que le lait associé à de bonnes quantités de potassium et de magnésium qui aident son assimilation et qui plus est dans un terrain alcalin favorable. Ulva lactuca (Chlorophycées) contient 2 fois plus de fer que le germe de blé et 12 fois plus que les lentilles. Les algues contiennent 5 à10 fois plus de magnésium que le germe de blé et cinq grammes secs couvrent 100% des besoins journaliers.

Protéines et acides aminés

La composition en protéines et le profil d’acides aminés contenus dans les algues sont très diversifiés en fonction du phylum. Les algues rouges présentent le taux de protéines le plus important par rapport aux algues vertes et brunes. Parmi les algues rouges dont la composition a été très étudiée, le genre Porphyra (Rhodophycées) présente le taux le plus élevé connu (> 47% du poids sec total) légèrement supérieur à l’espèce Palmaria palmata (> 35% du poids sec total). En comparaison, le contenu protéique des espèces telles que Ulva (20 à 26% poids sec) et Undaria pinnatifida (11 à 24% poids sec) est plus faible. L’apport protéique des espèces d’algues rouges Porphyra et Palmaria sont comparables à celui du soja (Fleurence, 1999).
Les études ont montré la présence de deux acides aminés majoritaires, les acides aspartique et glutamique. D’autres acides aminés essentiels suscitent un intérêt dans le développement d’applications parmi lesquels sont également présents, mais à des taux inférieurs, la valine, la leucine et la lysine (Baweja et al., 2016). De nombreuses études démontrent un potentiel de développement dans des domaines divers allant de l’agroalimentaire (humain et animal) aux domaines des cosmétiques et neutraceutiques (Neveux et al., 2014). Des études se sont orientées récemment vers l’identification de groupes de peptides après l’hydrolyse de protéines de diverses macroalgues (Solieria chordalis, Palmaria palmata, Ulva lactuca et Saccharina longicruris). Ces peptides ont montré des propriétés antioxydantes et antihypertensives en fonction de leur poids moléculaire. C’est le cas des peptides isolés chez Solieria chordalis par Bondu et al. (2014). Ces peptides sont de faibles poids moléculaires (< 1000 Da) alors que des peptides de taille plus importante (1400 à 3200 Da) ne possèdent plus d’effets anti-hypertenseurs. L’analyse structurale de ces peptides a permis de déterminer leur origine. Selon cette même étude, la majorité des peptides sont issus de l’hydrolyse de la RuBiSCo*(43 à 61%), une protéine intervenant dans la fixation du carbone lors de la photosynthèse. La seconde fraction peptidique majoritaire (3 à 14%) est obtenue après hydrolyse de pigments (phycoérythrine) et de complexes protéiques intervenant dans le métabolisme cellulaire (photosystème, facteurs élongation, cytochrome oxydase).

Table des matières

Introduction générale
Contexte d’étude
Chapitre I : Étude bibliographique
1. Les macroalgues
2. Les Rhodophycées et Solieriacées
3. L’espèce Solieria chordalis
(J.Agardh) M.J.Wynne & W.R.Taylor
3.1. Morphologie
3.1.1. Morphologie macroscopique
3.1.2. Morphologie microscopique
3.2. Reproduction des Solieriacées :
3.2.1. Mécanisme de la reproduction sexuée
3.2.2. Mécanisme de la reproduction asexuée
4. Métabolisme des algues
4.1. Les métabolites primaires
4.1.1. Minéraux
4.1.2. Protéines et acides aminés
4.1.3. Lipides
4.1.4. Vitamines
4.1.5. Les polysaccharides pariétaux
4.1.5.1. La phase matricielle
4.1.5.1.1. Les carraghénanes
4.1.5.1.1.1. La nomenclature des carraghénanes
4.1.5.1.1.2. Les mécanismes de biosynthèse des carraghénanes
4.1.5.1.1.3. Propriétés et applications des carraghénanes
4.1.5.1.2. Agar
4.1.5.2. La phase fibrillaire
4.1.5.2.1. La cellulose
4.1.5.2.2. Autres glycanes structuraux
4.2. Les métabolites secondaires
4.2.1. Pigments
4.2.1.1. Les caroténoïdes
4.2.1.2. Les chlorophylles
4.2.1.3. Les phycobiliprotéines
4.2.2. Terpènes
4.2.3. Acides aminés mycosporine-like
4.2.3.1. Les précurseurs de MAAs :
4.2.3.2. Les acides aminés mycosporine-like :
Phaeocystis antarctica (Haptophyta, Phaeocystales)
Pocillopora eydouxi
(Cnidaria, Sceractinia)
5. Marché économique des macroalgues
5.1. Marché des fertilisants
5.2. Marché de la médecine
5.3. Le marché des cosmétiques
6. Les technologies appliquées à l’extraction de molécules naturelles
6.1. L’orientation vers la chimie « verte »
6.2. Les technologies conventionnelles
6.3. Les technologies innovantes
6.3.1. L’extraction par fluide supercritique
6.3.2. L’Extraction Assistée par Micro-ondes (EAM)
6.3.3. Extraction Assistée par Enzyme (EAE)
1.1.1. Extraction Assistée par Ultrasons
1.1.2. Extraction par Fluide Pressurisé
2. Purification des extraits
2.1. Les principes de la chromatographie préparative
2.2. La chromatographie préparative avec phase stationnaire solide
2.2.1. Chromatographie sur couche mince (Thin Layer Chromatography (TLC))
2.2.2. Chromatographie basse pression
2.2.3. Chromatographie haute pression
2.2.4. La chromatographie par fluide supercritique (SFC = Supercritical-Fluid Chromtaography) :
2.3. La Chromatographie de Partage Centrifuge (CPC)
2.3.1. Historique du développement de la Chromatographie Partage Centrifuge
2.3.2. Principe général de la chromatographie à contre-courant
2.3.3. Chromatographie Contre-courant (CCC) : Appareil hydrodynamique :
2.3.4. Chromatographie Partage Centrifuge (CPC) : Appareils hydrostatiques
2.3.5. Détermination du coefficient de partage KD du composé ciblé
Chapitre II : Matériels et méthodes
1. Matériel d’étude
2. Protocole d’extraction
2.1. Procédé d’extraction par solvant organique
2.1.1. Méthode d’extraction apolaire
2.1.1.1. Extraction solide liquide
2.1.1.2. Procédé de séparation liquide/liquide L/L
2.1.2. Méthode d’extraction polaire
2.2. Extraction des carraghénanes
2.2.1. Méthode conventionnelle
2.2.2. Extraction Assistée par Microondes (EAM)
2.3. Extraction Assistée par Enzymes (EAE)
2.3.1. Liste des enzymes et leurs caractéristiques
2.3.1.1. Les protéases
2.3.1.2. Les carbohydrases
2.3.1.3. Analyse de l’activité des cocktails enzymatiques
2.3.1.3.1. Analyse de l’activité protéolytique
2.3.1.3.2. Analyse de l’activité cellulase
2.3.1.3.3. Analyse de l’activité glucanase
2.3.2. Protocole d’extraction
2.4. Extractions au CO2 supercritique (scCO2)
3. Purification des molécules par chromatographie préparative
3.1. Caractérisation des différentes classes de lipides
3.2. Purification par Chromatographie Partage Centrifuge
3.2.1. Détermination, composition et préparation du système solvant
3.2.2. Méthode de fractionnement par Chromatographie Partage Centrifuge (CPC)
3.2.3. Méthode de purification par Chromatographie liquide préparative.
4. Méthode d’analyse de la composition biochimique
4.1. Détermination du taux de matière sèche de la matière première.
4.2. Analyse de la composition biochimique des extraits.
4.2.1. Détermination du taux de matière minérale de la matière sèche.
4.2.2. Dosage colorimétrique du 3,6-anhydrogalactose
4.2.3. Dosage colorimétrique des groupements sulfates
4.2.3.1. Dosage colorimétrique par la méthode Jackson et McCandless (1978)
4.2.3.2. Dosage colorimétrique par la méthode Jaques et al. (1968)
4.2.4. Dosage colorimétrique des sucres totaux
4.2.5. Dosage colorimétrique des protéines
4.2.6. Dosage colorimétrique des acides uroniques.
5. Analyses par système chromatographique :
5.1. Composition moléculaire
5.1.1. Méthode d’analyse des fractions par HPLC-DAD
5.1.2. Profil des monosaccharides par Chromatographie Haute performance Échangeuses d’Anions HPAEC-PAD couplé à une Détecteur par Ampérométrie Pulsée (HPAEC-PAD).
5.1.3. Détermination du profil de poids moléculaire des polysaccharides par Chromatographie d’Exclusion Stérique Haute Performance (HPSEC)
5.2. Analyses structurales
5.2.1. Analyse par Chromatographie Liquide Haute Performance couplé à un détecteur de Spectrométrie de Masse (q-TOF)
5.2.2. Analyse Infrarouge par Transformée de Fourier (FTIR)
5.2.3. Analyse spectrale par Résonnance Magnétique Nucléaire (RMN) du carbone (13C)
6. Évaluation des activités biologiques des extraits :
6.1. Évaluation des activités biologiques
6.1.1. Activité anti-radicalaire
6.1.2. Évaluation de l’activité anti-âge
6.1.3. Évaluation de l’activité anti-tyrosinase
6.1.4. Évaluation de l’activité photoprotectrice et de la photosensibilité des extraits
6.2. Évaluation de l’activité cytotoxique et antivirale des extraits de carraghénanes sur le modèle du virus de l’herpès de type 1 (VHS-1)
6.2.1. Culture cellulaire
6.2.2. Évaluation de l’activité cytotoxique et de la cinétique de l’activité antivirale par viabilité cellulaire
6.2.3. Détermination des mécanismes d’action des extraits sur le modèle virus VHS-1
6.2.3.1. Inhibition de la fixation virale : Évaluation de l’effet du traitement par l’extrait en préinfection
6.2.3.2. Effet direct sur le virus : Évaluation de l’activité virucide de l’extrait
6.2.3.3. Effet du temps d’addition : Évaluation de l’effet du traitement post-infection
6.2.3.4. Inactivation virale : Évaluation de l’effet sur l’adsorption virale
6.2.4. Méthode d’analyse des résultats pour l’évaluation de la cytotoxicité par viabilité cellulaire et de l’activité antivirale
7. Analyse statistique
Chapitre III : Résultats et discussions
Partie I : Étude de l’activité antiherpétique (HSV-1) de carraghénanes extraits de la macroalgue rouge Solieria chordalis (Rhodophycée, Gigartinales) par l’applic
1. Introduction :
1.1. L’application des micro-ondes au domaine des macroalgues
1.2. Le virus de l’Herpès, modèle de pathogénicité du corps humain.
1.3. Objectifs de l’étude :
2. Résultats
2.1. Présentation de la publication
2.2. Conclusion de la publication
2.3. Analyses des profils de sucres par Chromatographie Haute Performance Échangeuse d’Anions (HPAEC-DAD)
2.4. Analyse du profil de poids moléculaire par Chromatographie d’Exclusion Stérique Haute Performance (HPSEC).
2.5. Détermination des mécanismes d’action de l’extrait de carraghénane MAE6/1 sur le virus Herpès simplex de type 1.
2.5.1. Inhibition de la fixation virale : Évaluation de l’effet du traitement par l’extrait en pré-infection.
2.5.2. Effet direct sur le virus : Évaluation de l’activité virucide de l’extrait.
2.5.3. Effet du temps d’addition : Évaluation de l’effet du traitement post-infection.
2.5.4. Inactivation virale : Évaluation de l’effet sur l’adsorption virale.
3. Discussion
3.1.1. L’effet du traitement aux microondes sur le profil des monosaccharides.
3.1.2. L’effet du traitement des microondes sur le poids moléculaire des carraghénanes
3.1.3. Les mécanismes d’actions de l’extrait de carraghénane sur la réplication du virus de l’Herpès simplex de type 1.
4. Conclusion
Partie II : Étude d’un concept de bioraffinerie par couplage des procédés d’extractions (Extraction Assistée par Enzyme, Extraction au CO2 Application de procédés supercritique et Extraction Assistée par Microondes) afin d’extraire les composés hydrosolubles, lipidiques et polysaccharidiques de Solieria chordalis (Rhodophyc
1. Introduction :
1.1. Concept de bioraffinerie
1.2. Objectifs de l’étude
2. Résultats
2.1. Extraction Assistée par Enzyme
2.1.1. Évaluation de l’activité standardisé des cocktails enzymatiques :
2.1.2. Rendements d’extraction des composés de S. chordalis après l’Extraction Assistée par Enzyme.
2.1.3. Analyse de la composition biochimique des extraits obtenus par l’Extraction Assistée par Enzyme
2.2. Extraction par dioxyde de carbone (CO2) supercritique
2.2.1. Rendement d’extraction par CO2 supercritique
2.2.2. Détermination de la distribution des classes de lipides dans les extraits bruts
2.3. Extraction Assistée par Microondes appliquée à l’extraction des carraghénanes à partir de résidus de S. chordalis.
2.3.1. Évaluation de l’effet des prétraitements sur le rendement d’extraction en carraghénane.
2.3.2. Effet des prétraitements sur la composition biochimique des carraghénanes
2.3.3. Évaluation de l’activité antiradicalaire des extraits hydrosolubles de S. chordalis
3. Discussion
3.1.1. L’étude de l’Extraction Assistée par Enzyme
3.1.2. L’étude de l’Extraction par CO2 supercritique.
3.1.3. Effet du prétraitement sur la composition des carraghénanes.
3.1.4. L’activité antiradicalaire des extraits hydrosolubles de l’EAE.
4. Conclusion
Partie III : Recherche de molécules anti-UV, isolement et purification par Chromatographie de Partage Centrifuge.
1. Introduction :
1.1. Les Acides Aminés Mycosporine-like
1.2. Les réactions oxydantes et le rayonnement UV, facteurs de vieillissement de la peau
1.3. Les objectifs de l’étude
2. Résultats
2.1. Rendements d’extraction
2.2. Fractionnement et caractérisation de l’extrait apolaire.
2.2.1. Fractionnement par Chromatographie de Partage Centrifuge.
2.2.2. Purification des fractions CPC par Chromatographie Liquide Préparative
2.2.3. Caractérisation des fractions purifiées A, B, C et D.
2.3. Caractérisation de l‘extrait polaire
2.4. Évaluation des activités biologiques
2.4.1. Analyse des fractions de l’extrait apolaire
2.4.1.1. Fractions obtenues par Chromatographie Partage Centrifuge
2.4.1.1.1. Évaluation de l’activité antiradicalaire
2.4.1.1.2. Évaluation de l’activité anti-tyrosinase
2.4.1.1.3. Évaluation de l’activité anti-âge
2.4.1.2. Fractions purifiées par Chromatographie Liquide Préparative
2.4.1.2.1. Évaluation de l’activité antiradicalaire
2.4.1.2.2. Évaluation de l’activité photoprotectrice
2.4.2. Analyse de l’extrait polaire
2.4.2.1. Évaluation de l’activité antiradicalaire
2.4.2.2. Évaluation de l’activité photoprotectrice
3. Discussion
3.1. Caractérisation des composés isolés dans les fractions apolaires (A, B, C et D) et l’extrait polaire.
3.2. Comparaison des activités biologiques et physico-chimiques
3.2.1. Comparaison des fractions CPC et des fractions purifiées par LC-Prep (fractions a, B, C et D).
3.2.2. Comparaison des fractions apolaires A, B, C et D avec la fraction polaire.
4. Conclusion
Conclusion Générale
Bibliographie
Annexes