Identification et biométrie de l’hôte
Dés leur réception les poissons sont acheminés au laboratoire où ils sont identifiés ; mesurés et disséqués. Les manipulations doivent être rapides car, six à huit heures après la mort de l’hôte, les branchies se couvrent d’un mucus opaque qui rend difficile la localisation précise des parasites ; ils meurent, se détachent de l’arc branchial et se collent au mucus.
Pour la détermination spécifique de l’hôte, nous avons adopté la nomenclature et les critères d’identification utilisés par Fischer et al (1987). Les caractères retenus sont essentiellement basés sur la morphologie générale, la coloration et parfois la dentition du poisson.
Les poissons ont été mesurés au moyen d’une règle graduée. Pour tous les individus, nous avons noté la longueur totale (L.T.) et la longueur standard (L.S.).
La longueur totale est la distance qui sépare l’extrémité du maxillaire de l’extrémité de la nageoire caudale.
La longueur standard est la distance qui sépare l’extrémité du maxillaire de l’extrémité de la colonne vertébrale (Neifar, 1995).
Pour avoir une signification précise, l’étude du parasitisme doit aller de pair avec une détermination rigoureuse des hôtes (Neifar, 1995). Nous avons donc réservé à cette détermination une attention particulière. Nous avons utilisé, à cet effet, les fiches FAO .
Récolte, traitement et identification des parasites
Les recherches, localisation et prélèvement des parasites sont effectués à la loupe stéréo microscopique (Olympus SZX 10), par un examen minutieux des branchies. >Les monogènes récoltés sont :
fixés par immersion dans du formol à 10% ; pendant 24 heures ; rincés à l’eau distillée, pendant 10 à 15 min ; colorés au bleu de Méthylène 1% dans lequel ils sont immergés pendant 24 heures ; ensuite décolorés par l’alcool chlorhydrique (alcool 70° plus quelques gouttes d’acide chlorhydrique) pendant 30 secondes ;
déshydratés par des passages dans quatre bains successifs (de 12 à 24 heures) d’alcool éthylique à des degrés croissants (75°-85°-95°-100°).
éclaircis par le xylène puis montés entre lame et lamelle avec le baume du Canada. Le montage ainsi obtenu est déposé dans une étuve à 60° pour accélérer le séchage et permettre une meilleure observation de la morphologie et l’anatomie des parasites branchiaux.
L’étude de l’anatomie des monogènes récoltés est effectuée au microscope optique (Matic, 2000) muni d’un système de microphotographie (automatique).
L’utilisation du microscope optique nous a permis d’observer des détails intéressants de certaines parties de l’organisme du parasite ; ce qui nous a permis de déterminer la sous-famille, le genre et dans la plupart des cas l’espèce des spécimens récoltés. Pour cela, nous avons adopté les mensurations préconisées par Olivier (1987) pour l’identification des monopisthocotylés et celles préconisées par Maillard et Noisy (1979) pour l’identification des polyopisthcotylés .
Identification des ectoparasites récoltés
L’observation des critères anatomiques et biologiques des parasites récoltés nous a permis de recenser 14 espèces rattachées à 04 sous classes :Polyopisthocoylea, Monopisthocotylea (rattachées à la classe Monogenea) ; Copepoda, Malacostraca (appartenant à la classe Crustacea).
Dans la sous classe Polyopisthocotylea, nous avons identifié 02 genres : Microcotyle, auquel sont rattachées 03 espèces: Microcotyle erythrini, Microcotyle odacis, Pagellicotyle mormyri. Antochotyle auquel est rattachée 01 espèce : Antocothyle merluccii.
Dans la sous classe Monopisthocotylea, nous avons identifié 01 genre : Diplectanum, auquel sont rattachées 02 espèces : Diplectanum aculeatum et Diplectanum.aequans.
Dans la sous classe Copepoda, nous avons recensé 07 espèces : Learnaeolophus sultanus, Clavellotis.sp, Bomolochus solea, Neobrachiella merluccii, Neobrachiella insidiosa, Caligus.sp, Hatschekia.sp Dans la sous classe Malacostraca, nous avons recensé une seule espèce : Gnathia.sp.
Proportion des espèces parasites recensées par espèce hôte
Chez Solea vulgaris la population parasitaire est essentiellement composée de Monopisthocotylés (88%) ; c’est toutefois l’espèce Diplectanum aequans qui prédomine du fait que les spécimens qui lui sont rattachés représentent 70% contre seulement 18% pour les spécimens de l’espèce Diplectanum aculaetum En ce qui concerne le reste de la population parasitaire (12%), il comprend 10 % de copépodes et 2% de malacostracés dont les représentants respectifs sont Bomolochus solea et Gnathia sp. . Chez Boops boops la population parasitaire est essentiellement composée de 85% de Polyopisthocotylés et de 15% de copépodes. Ce sont, de ce fait, les spécimens de l’unique espèce récoltée Microcotyle erythrini qui prédominent nettement. En ce qui concerne les copépodes, les spécimens rattachés à l’espèce Learnaeolophus sultanus représentent 10% contre seulement 5% pour ceux appartenant à l’espèce Clavellotis.sp . Chez Scorpaena scorfa nous constatons une nette prédominance de la sous-classe des Copépodes qui représentent 77% de la population parasitaire récoltée dont 70% des spécimens sont rattachés à l’espèce Caligus.sp et seulement 7% à l’espèce Hatschekia.sp. En ce qui concerne le 1% de malacostracés, il est principalement représenté par des spécimens appartenant à l’espèce Gnathia.sp. Le reste de la population parasitaire (22%) est composé de Polyopisthocotylés dont 12% des spécimens appartiennent à l’espèce Microcotyle odacis et 10% à l’espèce Pagellicotyle mormyri . Chez Merluccius merluccius la population parasitaire comprend 77% de Polyopisthocotylés et 33% de Copépodes. Les spécimens de l’espèce Antocothyle merluccii prédominent du fait que cette dernière est l’unique représentant de la sous classe Polyopistocotylea. En revanche, chez les copépodes, ce sont les spécimens rattachés à l’espèce Neobrachiella merluccii qui prédominent avec 26% contre seulement 7% pour ceux de l’espèce Neobrachiella insidiosa .
Table des matières
1. Introduction
2. Généralités
2. 1. Les espèces hôtes
2. 1. 1. L’espèce Boops boops
2. 1. 2. L’espèce Merluccius merluccius
2. 1. 3. L’espèce Solea vulgaris
2. 1. 4. L’espèce Scorpaena scorfa
2. 1. 5. L’espèce Sardina pilchardus
3. Matériel et méthodes
3. 1. Zone d’étude
3. 2. Méthodes d’étude
3. 2. 1. Identification et biométrie de l’hôte
3. 2. 2. Prélèvement des branchies
3. 2. 3. Récolte, traitement et identification des parasites
3. 2. 4. Calcul des indices parasitaires
3. 3. Méthodes statistiques d’analyse et de traitement des données
4. Résultats
4. 1. Identification des ectoparasites branchiaux récoltés
4. 1. 1. Sous classe Monopisthocotylea
4. 1. 1. 1. L’espèce Diplectanum aculeatum
4. 1. 1. 2. L’espèce Diplectanum aequans
4. 1. 2. Sous classe Polyopisthocotylea
4. 1. 2. 1. L’espèce Anthocotyle merluccii
4. 1. 2. 2. L’espèce Microcotyle erythrini
4. 1. 2. 3. L’espèce Microcotyle odacis
4. 1. 2. 1. L’espèce Pagellicotyle mormyri
4. 1. 3. Sous classe Copepoda
4. 1. 3. 1. L’espèce Learnaeolophus sultanus
4. 1. 3. 2. L’espèce Bomolochus solea
4. 1. 3. 3. L’espèce Neobrachiella merluccii
4. 1. 3. 4. L’espèce Neobrachiella insidiosa
4. 1. 3. 5. L’espèce Clavellotis.sp
4. 1. 3. 6. L’espèce Caligus.sp
4. 1. 3. 7. L’espèce Hatschekia.sp
4. 1. 4. Sous classe Malacostraca
4. 1. 4. 1. L’espèce Gnathia.sp
4. 2. Diversité parasitaire
4. 3. Proportion des spécimens parasites par sous classe
4. 4. Répartition des ectoparasites récoltés par espèce hôte
4. 4. 1. Proportion des espèces parasites recensées par espèce hôte
4. 5. Taux des ectoparasites branchiaux récoltés par micro habitats
4. 6. Impact du régime alimentaire de l’espèce hôte sur la diversité parasitaire
4. 7. Indices parasitaires
4. 7. 1. Distribution des indices parasitaires par espèce hôte
4. 7. 2. Distribution des indices parasitaires des Monopisthocotylés
4. 7. 3. Distribution des indices parasitaires des Polyopisthocotylés
4. 7. 4. Distribution des indices parasitaires des Copépodes
4. 7. 5. Distribution des indices parasitaires des Malacostracés
4. 7. 6. Distribution des indices parasitaires des ectoparasites par classe de taille pour l’ensemble des espèces hôtes
4. 7. 7. Distribution des indices parasitaires par classe de taille
4. 8. Analyse statistique : résultats et discussion
5. Discussion générale
6. Conclusion et perspectives
7. Références bibliographiques
Annexes
