Anatomie du cerveau

Le cerveau de la drosophile, constitué d’environ 100.000 neurones, est fonctionnellement très structuré (Ito et al., 2003). Le système nerveux périphérique de la drosophile possède différentes voies spécifiques à l’olfaction, la vision, la gustation et l’audition, qui projettent sur des structures spécifiques du système nerveux central. Le système nerveux central est divisé en deux grandes parties: la chaine nerveuse ventrale comprenant les ganglions thoracique et abdominal, et le cerveau. Comme chez les autres insectes, les neurones sont unipolaires, avec les corps cellulaires massés à la périphérie du
Le modèle Drosophila melanogaster cerveau tandis que les projections dendritiques et axonales sont regroupées dans la masse importante du neuropile. Le cerveau, composé de différents ganglions, est traversé par le tube digestif de manière antérograde. On distingue ainsi les ganglions supra- et sub-oesophagiens.
Le ganglion sub-oesophagien est le principal centre de traitement de la gustation. Ce système nerveux permet à la drosophile de détecter essentiellement la nature sucrée ou amère d’un aliment et sa concentration (Hiroi et al., 2002; Thorne et al., 2004; Wang et al., 2004b).
Le ganglion supra-oesophagien est composé de trois neuromères: le protocerebrum, le deutocerebrum et le tritocerebrum.

Un modèle pour l’étude du comportement

Malgré la relative simplicité de son cerveau (105 neurones contre 109 chez l’Homme), la drosophile est capable de produire une variété de comportements complexes que l’on peut étudier en laboratoire. Par exemple, le comportement de cour (ou parade sexuelle), le vol, les réflexes moteurs, l’apprentissage, l’addiction aux drogues, les rythmes circadiens, l’agressivité ou le sommeil. Il est important de noter que nombre de ces comportements sont régulés par l’horloge circadienne interne. Ainsi, il est connu que l’horloge circadienne influe sur la ponte (T et al., 2008), l’éclosion (l’émergence des drosophiles de leur pupes se fait préférentiellement le matin) (Konopka & Benzer, 1971), la modulation de la sensibilité aux odeurs (Krishnan et al., 1999), la gustation (Chatterjee et al., 2010) la parade sexuelle et l’apprentissage (Lyons & Roman, 2009).
La présence d’une horloge circadienne dans tous les organismes, des bactéries aux mammifères, souligne son rôle fondamental dans la survie des espèces. Cette horloge permet à l’organisme d’adapter au mieux sa physiologie et ses comportements aux variations de sa niche écologique (lumière, température, présence de nourriture et de partenaire sexuel) (Takahashi et al., 2008).
Les rythmes circadiens sont définis par trois propriétés principales : (i) ils sont entraînés par des synchroniseurs (« zeitgebers », indices sur l’heure de la journée), tels que les changements de lumière et de température (Levine et al., 2002). Ceci permet de calibrer les neurones de l’horloge par rapport à l’environnement. (ii) Ils persistent dans des conditions constantes (obscurité constante), ce qui indique la présence d’une horloge autonome. (iii)
L’horloge est rythmée sur un cycle d’environ 24 h (circa = proche, dia = jour). Sur la base de ces propriétés, les systèmes circadiens sont organisés en trois parties principales: l’horloge interne de base qui maintient la période (le temps); les voies d’entrée, qui synchronisent l’horloge avec l’environnement, et les voies de sortie, qui transmettent l’information pour organiser le comportement et la physiologie en fonction du temps.

contrôle spatio-temporel de l’expression d’un transgène

Dans le but de restreindre l’expression du transgène au moment choisi par l’expérimentateur, plusieurs systèmes inductibles ont été développés. (1) le système Gal80ts : la protéine Gal80ts, inhibiteur spécifique de Gal4, est thermosensible (elle change de conformation en fonction de la température (Figure 6). Ainsi, à température restrictive (< 30°C), la protéine Gal80ts se fixe sur la protéine Gal4, l’empêchant ainsi de reconnaitre les séquences UASGAL4. Le gène placé en aval de l’UASGAL4 n’est donc pas exprimé. A l’inverse, à température permissive (> 30°C), la protéine est dénaturée et ne peut plus interagir avec Gal4 qui pourra alors activer l’expression du gène placé en aval de l’UASGAL4 (McGuire et al., 2003).
(2) le système Gene-Switch : il code pour une protéine de fusion inactive: Gal4-Récepteur à la progestérone. La conformation de cette protéine et donc sa capacité à se fixer sur les séquences UASGAL4 dépend de la présence de son ligand, le RU486 (Figure 6). Le gène en aval des séquences UASGAL4 est exprimé uniquement lorsque les drosophiles ingèrent le RU486 présent dans leur nourriture (Mao et al., 2004).
Le contrôle spatio-temporel de l’expression des transgènes est un outil puissant pour réaliser des études fonctionnelles

Contrôle localisé de l’activité neuronale

Plusieurs transgènes permettant un contrôle de l’activité des neurones ont été développés chez la drosophile. Par exemple, la toxine tétanique TNT permet de bloquer la transmission synaptique en clivant la protéine Synaptobrévine qui est impliquée dans la libération des vésicules synaptiques. Ainsi, l’expression de cette toxine, médiée par l’un des systèmes Gal4/UASGAL4, permet un blocage spécifique de la neurotransmission des neurones d’intérêt (Sweeney et al., 1995).
D’autres transgènes ont été développés afin de moduler plus précisément l’activité neuronale:
– Le gène shibire (shi) code une dynamine impliquée dans l’endocytose. Elle est essentielle pour le recyclage des vésicules synaptiques. Un allèle thermosensible de ce gène, shits a été développé (Kitamoto, 2001). Cet allèle est dominant et bloque le recyclage des vésicules synaptiques à température restrictive (>29°C), entraînant un blocage rapide mais réversible de la transmission synaptique (Figure 7). L’utilisation d’un transgène UASGAL4
-Shits couplé à un pilote d’expression Gal4 spécifique de certains neurones permet donc d’inhiber leur activité pour une durée précise.

Imagerie in vivo

L’un des inconvénients majeurs dans l’étude du fonctionnement du cerveau de la drosophile est que les corps cellulaires des neurones sont de petite taille (moins de 5 $m). Il est ainsi difficile de réaliser des études d’électrophysiologie afin de déterminer la séquence et les niveaux d’activation des neurones au cours du temps. Néanmoins, des mesures indirectes de l’activité neuronale sont possibles à l’aide de sondes ratiométriques. Plusieurs sondes de ce type ont été mises au point, permettant (i) de visualiser les changements de la concentration intracellulaire en calcium : UASGAL4
-GCaMP (Nakai et al., 2001), UAS GAL4
-TN-XL (Mank et al., 2006), UAS GAL4
-cameleon 2.1 (Miyawaki et al., 1999; Nakai et al., 2001), (ii) de mesurer des variations de pH indiquant une libération de neurotransmetteurs: UASGAL4 -SpH (Miesenbock et al., 1998), et (iii), de mesurer directement l’activité kinase d’une protéine comme la PKA avec la sonde AKAR (Zhang et al., 2001).