Impact du couvert arboré et herbacé sur le cycle de l’azote

Impact du couvert arboré et herbacé sur le cycle de
l’azote

Niches écologiques des nitrifiants selon les paramètres physico-chimiques 

Dans de nombreux écosystèmes dans le monde, l’abondance des AOA est plus élevée que celle des AOB en général (Catão et al., 2016; Chen et al., 2015; Di et al., 2010; Onodera et al., 2010; Rodrigues et al., 2016; Shen et al., 2008; Stempfhuber et al., 2016; Szukics et al., 2010; Taylor et al., 2010; Wang et al., 2015; Yao et al., 2011; You et al., 2009; Zeglin et al., 2011). La prédominance des AOA n’implique cependant pas forcément une activité prédominante de ces microorganismes pour la nitrification dans les sols, de nombreux paramètres influençant positivement ou négativement le maintien et l’activité de ces deux différentes communautés. Ci-dessous sont décrits des paramètres qui influencent la différenciation de niche écologique entre AOA et AOB (liste non exhaustive). Température La température est un des paramètres qui influencentl’activité des microorganismes et leur croissance et les réactions enzymatiques associées, notamment la nitrification (Szukics et al., 2010). La température contribue à la structuration des communautés AOA (Tourna et al., 2008) et AOB (Avrahami and Bohannan, 2007; Avrahami & Conrad, 2003; Fierer et al., 2009). Chez les AOB, la nitrification est réalisée dans des conditions mésophiles, avec des températures variant de 6 à 43°C, mais l’activité peut diminuer à des températures < 15°C ou > 40°C. La température optimale pour la nitrification est autour de 30 à 40°C, sachant que la plupart des études faites sur la nitrification ont été réalisées à des températures > 30°C (Guo et al., 2013) alors que d’autres études montrent que la nitrification peut être réalisée à des températures avoisinant les 20°C (Dosta et al., 2008; Isaka et al., 2008, 2007). Dans la littérature, il existe des études qui ont démontré Chapitre 1 30 que les AOB peuvent tolérer des gammes de températures plus larges que celles citées précédemment, variant entre -2°C et 85°C (Jaeschke et al., 2009; Rysgaard & Glud, 2004). Les AOA semblent avoir une gamme de température plus large que celle des AOB. Chez les AOA, la nitrification peut être réalisée à des températures variées : basse (4 à 10°C ; Nakagawa et al., 2007; Urakawa et al., 2008), modérée (18 à 28°C ; Beman & Francis, 2006; Könneke et al., 2005) et haute (88 à 97°C ; Reigstad et al., 2008). A partir d’un nombre très limité de cultures pures et d’enrichissement, la température optimale pour l’AOA semble se situer entre 32 et 40 °C dans des sols autour de la neutralité (Kim et al., 2011; Tourna et al., 2011) et à 25 °C dans un sol acide (LehtovirtaMorley et al., 2011). Ces valeurs sont généralement plus élevées que pour les AOB. De plus, Stres et al. (2008) ont démontré qu’il y a un changement de la structure des communautés des archées par rapport aux bactéries lorsqu’elles sont confrontées à des températures élevées. On peut s’attendre plus généralement à ce que les conditions extrêmes de température favorisent les AOA (Stahl & de la Torre, 2012; Valentine, 2007). Humidité Le contenu en eau des sols impacte la nitrification (Zhalnina et al., 2012), sachant qu’il est difficile de déterminer l’influence exacte de chaque paramètre de manière isolée par exemple, humidité et température sont intrinsèquement liées. Dans un sol, le taux d’humidité et le niveau d’oxygène du sol sont également inversement corrélés. La teneur en oxygène dans le sol est faible lorsque l’humidité du sol est élevée, car la plupart des espaces poreux sont occupés par de l’eau, et une humidité du sol plus élevée restreint également la diffusion de l’air atmosphérique dans le sol (Sahrawat, 2008). Ainsi, les conditions optimales pour l’humidité et l’aération sont liées. On sait de manière générale que les communautés microbiennes du sol et les cycles biogéochimiques qu’elles contrôlent peuvent être affectés par le stress induit par les cycles de séchage et de réhumectation du sol (Kaisermann et al., 2013; Thion & Prosser, 2014). Par exemple, dans certains cas, les communautés AOA semblent moins résistantes à la sécheresse que les AOB et moins résistantes après réhumectation dans les sols sans antécédents de sécheresse (Thion & Prosser, 2014). Sachant que les communautés AOA semblent avoir une forte affinité pour l’ammonium contrairement aux AOB, et que la diminution de l’humidité du sol diminue la mobilité et la disponibilité de l’ammonium, les AOA seraient favorisées dans des milieux à faible taux en ammonium. Szukics et al. (2010) ont suggéré que les AOA sont également sensibles aux teneurs élevées en eau, probablement en raison des conditions limitées en oxygène, mais Ke et al. (2015) ont indiqué que les AOA ne semblent pas sensibles à la diminution de la disponibilité de l’oxygène, contrairement aux AOB.

 Taux d’oxygène

L’oxygène joue un rôle important dans la nitrification, car le métabolisme des nitrifiants est de type oxydatif. Les archées et bactéries nitrifiantes sont dépendantes de la présence en oxygène pour l’oxydation de l’ammoniaque en nitrite. Dans ces réactions, l’oxygène sert de substrat pour l’enzyme AMO et également d’accepteur final d’électron. D’après la littérature, la faible densité en oxygène et une faible concentration en ammonium favoriseraient plus les AOA que les AOB dans différents types d’environnement (Erguder et al., 2009; Francis et al., 2005). Park et al. (2006) ont démontré dans des tests en bioréacteur que les AOA tolèrent des concentrations en oxygène inférieures à 6,3 μM. Il a été démonté que dans des écosystèmes naturels avec de faibles taux d’oxygène, par exemple des estuaires souterrains6 , que les AOA étaient largement prédominantes par rapport aux AOB (Santoro et al., 2011). D’autres articles rapportent cependant le résultat inverse, lorsque les concentrations en oxygène sont du même ordre de grandeur que celui cité précédemment : e.g. dans l’article de Fitzgerald et al. (2015) où le taux d’O2 dissous est d’environ 9,4 µM, les AOA sont moins abondantes que les AOB. D’autres articles, tels que Liu & Wang (2013) ou Bellucci et al. (2011), rapportent qu’aucune AOA n’a été détectée pour des concentrations de 5,0, 11,6 et 15,6 µM d’O2 L-1. On peut en déduire que ce facteur n’influence sûrement pas seul les prédominances entre ces deux communautés nitrifiantes. pH Le pH du sol est un des facteurs majeurs régulant la nitrification dans les sols, et l’un des facteurs les plus cités pour la différenciation des niches écologiques entre AOA et AOB (Hatzenpichler, 2012; Prosser & Nicol, 2012; Zhalnina et al., 2012). En général, la nitrification a lieu dans une gamme de pH allant de 5,5 à 10,0, avec un optimum à 8,5 (Sahrawat, 2008). D’après Yao et al. (2011), le ratio AOA/AOB augmente lorsque le pH diminue. Ce résultat peut s’expliquer par l’enrichissement d’écotypes particulier d’AOA dans des milieux acides (Gubry-Rangin et al., 2011). De plus, à des pH acides, l’abondance et l’activité des AOA semblent plus importantes que pour les AOB (Gubry-Rangin et al., 2011; Leininger et al., 2006; Lu et al., 2012; Nicol et al., 2008; Yao et al., 2011; Zhang et al., 2012). La diminution du pH peut, en effet, créer une pression environnementale en modifiant de nombreux paramètres physico-chimiques du sol. La diminution du pH devrait réduire la disponibilité du NH3 ; sachant que les AOA ont une plus grande affinité pour l’ammonium que les AOB, les AOA seraient 6 Estuaires souterrains : aquifère côtier l’eau souterraine issue du drainage du bassin versant dilue l’eau de mer qui s’est infiltrée dans l’aquifère Chapitre 1 32 favorisées dans des milieux acides, car elles seraient plus compétitives pour le NH3 que les AOB. De manière générale, les AOB contribuent à la nitrification dans des gammes de pH neutres et basiques, et les AOA contribuent à la nitrification dans des gammes de pH acide. De plus, les plantes, via leurs exsudats racinaires (Hinsinger et al., 2009), contribuent à la modification de plusieurs paramètres physico-chimiques, dont la diminution du pH, ce qui devrait en théorie favoriser les AOA dans la rhizosphère. Concentration en ammonium La principale source d’énergie pour l’AOA et l’AOB est l’oxydation de l’ammonium, la seule source d’énergie connue dans des conditions aérobies. La concentration en ammonium est l’un des facteurs majeurs influençant la répartition des niches entre AOA et AOB, tout comme le pH. Cette différenciation de niche peut être due à plusieurs mécanismes: différences dans l’affinité de l’enzyme pour l’ammonium, tolérance à une forte concentration d’ammonium ou encore hétérogénéité des concentrations en ammonium dans les sols. De plus, d’autres facteurs, comme l’origine de la source de l’ammonium, peuvent entrer en compte sur ces différenciations de niches (Prosser & Nicol, 2012). Les AOB semblent prédominantes dans des milieux riches en ammonium, alors que les AOA le sont dans des milieux pauvres en ammonium (Prosser & Nicol, 2012). Une concentration en ammonium inférieure à 1000 mgN.L -1 semble avoir un effet inhibiteur sur les AOB (Guo et al., 2013). De plus, les AOA ont donc une affinité pour l’ammonium plus important que les bactéries en général : il a été démontré que « Candidatus N.maritimus » (AOA) a un Km7 = 133 nM pour le NH4 + (MartensHabbena et al., 2009).. Ces résultats concordent avec les abondances et activités des AOA et AOB trouvées dans les environnements naturels. En effet, l’abondance et l’activité des AOB augmentent dans les sols fertilisés (Ma et al., 2016; Meyer et al., 2013; Simonin et al., 2015; Verhamme et al., 2011). Autres facteurs La liste des paramètres cités précédemment n’est pas exhaustive, car d’autres paramètres peuvent également favoriser l’une des communautés de nitrifiants, telle que la présence de métaux lourds. Cao et al. (2011) et Li et al. (2009) rapportent par exemple que les AOA sont en quantités plus 7 Km (constante de Michaelis) : concentration en substrat pour laquelle la vitesse initiale de la réaction est à la moitié de la vitesse initiale maximale Chapitre 1 33 importantes que les AOB en présence de métaux lourds, et que les AOA sembleraient donc être plus tolérantes aux métaux lourds. Enfin, la présence d’inhibiteurs de la nitrification pourrait également impacter différemment l’activité des AOA et AOB, que ces inhibiteurs soient d’origine synthétique ou biologique.

Inhibition de la nitrification

De nombreuses molécules qu’elles soient d’origine synthétique ou biologique sont connues pour inhiber la nitrification, soit au niveau de la première étape de la nitrification (enzyme AMO), et/ou la seconde étape (enzyme HAO).

Les inhibiteurs de la nitrification

Le phénomène de l’inhibition biologique de la nitrification par les plantes a été attesté pour la première fois dans une savane de l’Afrique de l’Ouest, située en Côte-d’Ivoire (la station écologique historique de Lamto voir § Chapitre 2) par Lata et al. (1999) chez l’espèce de Poacée pérenne, Hyparrhenia diplandra. Le mécanisme de l’inhibition biologique de la nitrification (ou BNI : Biological Nitrification Inhibition) par les plantes a ensuite été démontré par Subbarao et al. (2009) sur l’espèce Brachiaria pastures. Les molécules inhibitrices de la nitrification sont émises via des exsudats racinaires. Ces molécules, comme le sorgoleone issu de Sorghum bicolor (ou sorgo commun), bloquent la voie enzymatique de AMO et de HAO (Subbarao et al., 2013). D’autres molécules extraites des racines ou de jeunes pousses, comme le méthyl férulate ou l’acide linoléique, bloquent les voies enzymatiques de la nitrification (Gopalakrishnan et al., 2007; Subbarao et al., 2008). Une liste des inhibiteurs biologiques de la nitrification est présentée dans le Tableau 1-1 ci-dessous. Les inhibiteurs de la nitrification démontrés jusqu’ici uniquement sur les bactéries, les inhibiteurs biologiques de la nitrification sembleraient finalement impacter aussi bien les communautés d’archées et de bactéries nitrifiantes. Subbarao et al. (2009b) avaient constaté une diminution des AOA et AOB dans des sols cultivés en présence de plantes inhibitrices. Enfin, ces résultats ont très récemment été confirmés par l’étude de Nuñez et al. (2018) qui compare l’impact de différentes plantes inhibitrices de la nitrification ayant des taux d’inhibitions différents. Dans cette expérience, plus les plantes inhibent, plus l’abondance des AOA et AOB diminue. Ce présent travail participe également de cette avancée (voir Chapitres suivants). 

Table des matières

Remerciements
Liste des Figures
Liste des tableaux
Abréviations
Chapitre 1 : Impact des plantes et des microorganismes du sol sur le cycle de l’azote
Introduction
1.1 Le cycle de l’azote
1.1.1. La nitrification autotrophe
1.1.1.1 Historique sur les nitrifiants autotrophes
1.1.1.2 Processus de nitrification chez les archées et les bactéries nitrifiantes
1.1.1.3 Niches écologiques des nitrifiants selon les paramètres physico-chimiques
1.1.1.4 Inhibition de la nitrification
1.1.1.4.1 Les inhibiteurs de la nitrification
1.1.1.4.2 Utilisation des inhibiteurs, leurs avantages et inconvénients
1.1.2 Dénitrification.
1.1.2.1 Historique sur la découverte des bactéries dénitrifiantes
1.1.2.2 Processus de dénitrification
1.1.2.3 Les différents paramètres influençant la dénitrification
1.1.2.4 Répartition des dénitrifiants dans l’environnement
1.1.2.5 Inhibition de la dénitrification
1.2 Les savanes tropicales
1.2.1. Définition de l’écosystème/du biome savane
1.2.2 Les théories de la coexistence herbes-arbres
1.2.2.1 Le feu
1.2.2.2 L’herbivorie
1.2.2.3 Les propriétés du sol en savane
1.2.2.4 Répartition des ressources et nutriments
1.3 Problématiques de la thèse
Chapitre 2 : Site d’étude et matériels & méthodes
2.1 Site d’étude : Savane de Lamto
2.1.1 Localisation et historique de la station
2.1.2 Caractéristiques de l’environnement
2.1.2.1 Le Climat
2.1.2.2 Le sol
2.1.2.2 La végétation
2.1.2.3 Le feu
2.1.2.4 Plante inhibitrice de la nitrification à Lamto
2.2 Matériels et méthodes
2.2.1 Plan d’échantillonnage
2.2.1.1 Campagne d’échantillonnage 1 : comment les microorganismes du cycle de l’azote sont-ils
impactés par le couvert végétal dans les sols ?
2.2.1.2 Campagne d’échantillonnage 2 : comment les saisons et le feu impactent le cycle de l’azote
selon le couvert végétal ?
2.2.2 Analyses physicochimiques
2.2.2.1 pH57
2.2.2.2 Taux de carbone et azote totaux, rapport C:N
2.2.2.3 Taux d’azote inorganique (nitrate et ammonium)
2.2.2.4 Activités de dénitrification (DEA) et de nitrification (NEA)
2.2.3 Analyses de biologie moléculaire
2.2.3.1 Extraction et purification des acides nucléiques
2.2.3.2 Quantification génique par PCR quantitative en temps réel
Chapitre 3 : Contrasting effects of grasses and trees on microbial N-cycling in an African humid savanna
3.1. Introduction au Chapitre 3
3.2 Résumé
3.3 Article
3.3.1 Abstract
3.3.2 Introduction
3.3.3 Material and methods
3.3.3.1. Study sites
3.3.3.2. Soil sampling
3.3.3.3 Microbial abundances and activities
3.3.3.3.1 Total nucleic acids extraction
3.3.3.3.2. Real-time PCR quantification
3.3.3.3.3. Nitrifying and denitrifying enzyme activities
3.3.3.4. Physicochemical soil characteristics analyses
3.3.3.5. Statistical analysis
3.3.4. Results
3.3.4.1. Soil physical and chemical characteristics
3.3.4.2. Nitrifying and denitrifying enzyme activities
3.3.4.3. Archaea and Bacteria abundances
3.3.4.4. Nitrifier abundances
3.3.4.5. Denitrifier abundances
3.3.4.6 Links between nitrifier and denitrifier abundances and enzyme activities
3.3.5 Discussion
3.3.5.1. Contrasting impacts of grasses and trees on nitrification and ammonia oxidizer abundances
3.3.5.2. Contrasting impacts of grasses and trees on denitrifying enzyme activity but not denitrifier abundances
3.3.6.Conclusions
3.3.7.Supplementary data
Chapitre 4 : Impact of seasonality and vegetation cover on nitrifier abundance, gene
expression and activities in a humid African savanna
4.1. Introduction au Chapitre
4.2. Résumé du Chapitre
4.3. Article
4.3.1. Abstract
4.3.2 Introduction
4.3.3 Material and methods
4.3.3.1. Study sites
4.3.3.2. Soil sampling
4.3.3.3 Microbial abundances and activities
4.3.3.3.1 Total nucleic acids extraction
4.3.3.3.2. Real-time PCR quantification
4.3.3.4. Nitrifying enzyme activities
4.3.3.5. Physicochemical soil characteristics
4.3.3.6. Statistical analysis
4.3.4 Results
4.3.4.1. Soil physical and chemical characteristics
4.3.4.2. Nitrifying enzyme activities
4.3.4.3. Total microbial abundances and gene transcriptional activities
4.3.4.4. Nitrifier abundances and gene transcriptional activities
4.3.4.5 Links between nitrifier abundances and nitrifying enzyme activities
4.3.4 Discussion
4.3.4.1 Influence of vegetation on nitrification
4.3.4.2 Relative influence of archaea and bacteria on nitrification
4.3.4.3 Influence of seasonality on nitrifier communities and activities
4.3.5. Conclusion
4.3.6. Supplementary data
Chapitre 5 : Short term impact of fire on the total microbial and nitrifier communities in a wet savanna soil
5.1. Introduction au Chapitre
5.2. Résumé
5.3. Article
5.3.1. Introduction
5.3.2. Material and methods
5.3.2.1. Study site
5.3.2.2. Soil sampling
5.3.2.3. Microbial abundances and transcriptional activities
5.3.2.3.1. Total nucleic acids extraction
5.3.2.3.2. Real-time PCR quantification
5.3.2.3.3. Nitrifying enzyme activities
5.3.2.4. Soil physicochemical characteristics6
5.3.2.5. Statistical analysis 6
5.3.3. Results ..7
5.3.3.1. Soil physical and chemical characteristics7
5.3.3.2. Nitrifying enzyme activities..7
5.3.3.3. Total microbial abundances and transcriptional activities ..9
5.3.3.4 Nitrifier abundances and transcriptional activities
5.3.4 Discussion
5.3.5. Conclusion
5.3.6 Supplementary data
Chapitre 6 : Discussions, conclusions et perspectives
6.1 Discussion générale
6. 1.1 Inhibition de la nitrification par les Poacées
6.1.2 Stimulation de la nitrification par les arbres
6. 1.3 Impact global du couvert végétal sur les microorganismes et les communautés nitrifiantes
et dénitrifiantes du sol0
6.1. 4 Impacts de la saisonnalité sur les microorganismes du sol et les communautés nitrifiantes du sol
6.1.5 Impact du feu sur les microorganismes et les communautés nitrifiantes
6.1.6 Deux couverts végétaux différents avec des effets contrastés sur la nitrification,
contribuent-ils à leur coexistence ?
6.2 Perspectives générales
6.2.1 Les résultats obtenus à Lamto sont-ils généralisables à d’autres savanes ?
6.2.2 Quelle utilisation possible des Poacées inhibitrices de la nitrification en agronomie ?
6.3 Conclusion générale
Bibliographies

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