Formation immunothérapie, tutoriel & guide de travaux pratiques en pdf.

Immunisation passive

Lʼimmunisation passive consiste à apporter au patient des éléments du système immunitaire spécifiques dʼune pathologie. Le plus souvent ces éléments sont des anticorps, ou des fragments dʼanticorps.
De nombreux anticorps se sont révélés efficaces in vitro avec différents mécanismes dʼaction :
– Liaison à la PrPc, bloquant sa conversion en PrPres : anticorps 6H4 (Enari et al., 2001), ICSM35 et ICSM18 (White et al., 2003, Beringue et al., 2004).
– Inhibition de lʼinteraction de la PrPc avec la PrPres : anticorps Fab D13 et D18 (Peretz et al., 2001), scFv-D18 (Wuertzer et al., 2008), SAF34 (Perrier et al., 2004).
– Réduction de la demi-vie métabolique de la PrPc : anticorps SAF61 (Perrier et al., 2004).
– Blocage de la conversion de la PrPc en PrPres par interaction avec lʼun des composés intervenant dans le mécanisme de conversion : anticorps 8B4 et 8H4 (Sigurdsson et al., 2003).
– Inhibition de la liaison de la PrP à son récepteur de la membrane cellulaire (anticorps anti-LRP/LR) : anticorps W3 (Leucht et al., 2003), scFv-S18 (Zuber et al., 2008a).
– Mécanisme dʼaction non défini : anticorps BAR236 (Féraudet et al., 2005, Féraudet-Tarisse et al., 2010).
Les fragments Fab (ab pour antigen binding) et Fc (c pour cristallisable) utilisés pour les essais dʼimmunisation passive correspondent à des fragments de la molécule dʼimmunoglobuline. Les fragments Fab ont la propriété de se lier à lʼantigène et le fragment Fc a des fonctions de liaisons à des récepteurs spécifiques et dʼactivation du complément. Enfin les fragments scFv (single chain Fragment variable) sont des structures de petites tailles capables de se lier à un antigène.
Les essais thérapeutiques in vivo ont révélé des résultats intéressants (Tableau 10 et 11). Ainsi, des souris infectées par voir périphérique demeurent asymptomatiques jusquʼà 500 jours après lʼinoculation du prion suite à lʼadministration des anticorps anti-PrP ICSM35 et ICSM18 (White et al., 2003). Ces anticorps reconnaissent respectivement les épitopes 94-105 et 144-152 de la protéine prion. Le protocole dʼadministration est assez lourd : le traitement doit être administré deux fois par semaine dans le mois qui suit lʼinoculation. Néanmoins, lorsque le traitement débute au moment de lʼapparition des signes cliniques, c’est-à-dire à un stade tardif de la maladie, qui correspond encore aujourdʼhui au moment où les ESST sont diagnostiquées chez lʼHomme ou chez lʼanimal dans la majorité des cas, aucune augmentation du temps dʼincubation nʼest obtenue chez les animaux traités. Enfin, aucune augmentation du temps dʼincubation nʼest observée lorsque lʼinoculation du prion se fait par voie intracérébrale (Tableau 10).
Tableau 10: Essais dʼimmunisation passive avec les anticorps ICSM35 et ICSM18
Légende : Suivant les cas, les souris sont inoculées par les prions par voie intracérébrale (i.c.) ou par voie intrapéritonéale (i.p.). Les anticorps sont administrés après inoculation par les prions (p.i.). Le terme « clinical onset » (CO) désigne le moment où les premiers signes cliniques de la maladie apparaissent. Il se situe aux alentours de 129-136 jours p.i. pour une souris inoculée prions par voie i.c. et aux alentours de 168-177 jours p.i. pour une souris inoculée prions par voie i.p. Les délais obtenus, sont calculés en comparant la durée dʼincubation de la maladie des souris traitées par rapport aux souris contrôles nʼayant pas reçu le traitement.
(Source : Toupet, 2009)
Les délais obtenus lors des autres essais dʼimmunisation passive avec dʼautres anticorps se sont révélés moins importants (Tableau 11). Les anticorps 8B4 et 8H4 ne se sont pas révélés efficaces in vivo. Cette absence de résultats peut être liée aux concentrations dʼanticorps utilisées qui sont cent fois inférieures à celles utilisées avec les anticorps ICSM35 et ICSM18 (Sigurdsson et al., 2003).
Les injections intra-cérébrales de vecteurs AAV (Virus Adéno-Associé) exprimant lʼanticorps scFv-D18 trente jours avant lʼinoculation du prion permettent dʼobtenir un délai intéressant de 26% chez les souris traitées (Wuertzer et al., 2008).
Lʼanticorps BAR236 permet quant à lui dʼobtenir un délai de 45% chez les souris traitées par rapport aux souris non traitées (Féraudet-Tarisse et al., 2010).
Légende : Suivant les cas, les souris sont inoculées par les prions par voie intracérébrale (i.c.) ou par voie intrapéritonéale (i.p.). Lʼimmunisation passive débute avant lʼinoculation par les prions ou le jour même de lʼinoculation. Les délais obtenus, sont calculés en comparant la durée dʼincubation de la maladie des souris traitées par rapport aux souris contrôles nʼayant pas reçu le traitement. p.p. : particules physiques.
(Source : dʼaprès Toupet, 2009)

Stratégie de thérapie génique

Généralités

Les résultats des nombreux essais en chimiothérapie ou en immunothérapie, bien quʼencourageants parfois, ne se sont pas encore révélés suffisamment efficaces pour le traitement des ESST, en particulier lors des essais in vivo au stade tardif du développement de la maladie. Avec lʼavancée des technologies de thérapie génique, certaines équipes de recherche sur le traitement des ESST se sont tournées vers la thérapie génique à la recherche de nouvelles stratégies potentiellement plus efficaces dans la lutte contre les maladies à prion.
La base de la thérapie génique est lʼutilisation de vecteurs de transfert de gènes. Il en existe deux types : les vecteurs viraux et les vecteurs non viraux. Les virus sont aujourdʼhui les vecteurs naturels les plus évolués et les plus efficaces dans le transfert de lʼinformation génétique étrangère dans une cellule. À la suite de cette observation, de nombreux virus ont été adaptés pour être les vecteurs dʼun gène dʼintérêt vers une cellule cible. Ainsi les virus les plus utilisés pour la thérapie génique sont les lentivirus, les rétrovirus, les adénovirus, les virus adéno-associés (AAV) et le virus Herpès Simplex (Tableau 12).
Les vecteurs non viraux correspondent à une molécule dʼADN nu, associée à des complexes lipidiques ou des polymères pour faciliter la traversée de la membrane des cellules et la rentrée des molécules d’ADN. A l’inverse des vecteurs viraux, ils sont plus faciles à produire, à manipuler et à stocker. Cependant, leur efficacité est bien moindre que celle des virus pour transférer une information génétique dans une grande population de cellules. De plus, leur utilisation sʼaccompagne souvent dʼune toxicité importante.
Actuellement, la très grande majorité des essais de thérapie génique utilisent les virus pour assurer le transfert et lʼexpression du gène dʼintérêt de manière stable et efficace. Les modifications préalables avant leur utilisation ont pour but de supprimer les séquences responsables de la réplication et de la virulence, tout en conservant les propriétés de pénétration des cellules cibles et lʼexpression du gène dʼintérêt.

Essais de thérapie génique, in vivo, pour le traitement des ESST

Les premiers essais thérapeutiques in vivo ont été réalisés en utilisant des vecteurs de transfert de gènes ciblant soit le gène codant pour la protéine prion, soit le gène codant pour le récepteur de la laminine LRP/LR, qui permet lʼinternalisation des protéines prion, ou enfin en utilisant les propriétés dominantes négatives de la protéine prion.
Pour interférer avec le gène de la protéine prion ou le gène du récepteur à la laminine, les chercheurs utilisent des petits ARN interférents ou siARN (Short Interfering RNA), ou des shARN (Short Hairpin RNA). Ces deux acides nucléiques sont des ARN simples ou doubles brins qui vont interférer avec un ARN messager (ARNm) spécifique. Cette interaction permet la dégradation de cet ARN cible, et par conséquence diminue la traduction de lʼARN messager en la protéine quʼil code.
Le mode dʼaction des siARN est représenté dans la figure 34. LʼARN double brin présent dans la cellule est pris en charge par une ribonucléase nommée Dicer. Cette ribonucléase clive lʼARN double brin toutes les 19 à 22 paires de bases (pb), formant ainsi des siARN. Les siARN sont ensuite pris en charge par un complexe protéique cellulaire nommé RISC (RNA Induced Silencing Complex). Un des brins du siARN est alors éliminé, et lʼautre brin appelé brin guide conduit le complexe RISC vers les ARN messagers possédant une séquence complémentaire au brin guide. Enfin, le complexe RISC va couper lʼARN messager grâce à la nucléase qui le compose (Narry Kim, 2003).
Les shARN quant à eux sont de petits ARN possédant une boucle en forme dʼépingle à cheveux. Lʼutilisation de vecteurs lentiviraux est nécessaire pour introduire les shARN dans les cellules. Ils sont pris en charge dans la cellule par la ribonucléase Dicer, conduisant à la formation de siARN (Narry Kim, 2003).