OMM-CLIC
Habitat et distribution
Microcebus rufus vit dans les plaines, les montagnes des forêts humides, les formations secondaires et quelques plantations adjacentes. Cette espèce peut être rencontrée dans des arbustes et des canopées.
Cette espèce est également observée dans la ceinture de la forêt humide de l’Est, de Tolagnaro jusqu’au massif de Tsaratanàna. Des populations isolées de Microcèbes sont aussi observées dans les forêts d’Ambohitantely et de Tampoketsa Analamaitso (Mittermeier et coll2006) [42] (Garbutt N., 2007).
La densité de la population varie de 110 animaux/ km² à 330 individus/km² (Atsalis S., 2000) , (Ganzhorn J.U., 1989).
Comportement
Microcebus rufus est une espèce strictement nocturne et omnivore, il est à la fois solitaire et grégaire. Cette espèce fourrage en dessous des canopées et dans les arbustes. Le régime alimentaire est principalement composé de plus de 40 espèces de fruits, de fleurs, de nectars, de jeunes pousses, des gommes, des insectes et d’autres petits Arthropodes (Ganzhorn J.U. 1988).
Pendant la journée, les Microcèbes dorment en groupe de deux à trois individus dans un trou d’arbre ou dans des nids fabriqués avec des feuillages et parfois dans des nids d’oiseaux abandonnés.
La composition du dortoir du groupe est inconnue, mais on sait que les femelles dorment avec leurs progénitures (Wright, P.C. et Martin, L.B., 1996).
La limite ou marquage du territoire s’opère régulièrement par aspersion d’urines et dépôt de matière fécale, néanmoins des chevauchements considérables des territoires sont inévitables.
Les mâles ont un large territoire et se déplacent à une longue distance par rapport aux femelles.
Les deux sexes accumulent des réserves de graisse dans leur queue et certaines parties du corps, pendant la saison humide, en prévision de l’hibernation (durant l’hiver) où ils deviennent inactifs et perdent 30% de leur poids corporel (Atsalis S., 1999).
Contrairement aux femelles, les mâles sortent tôt de l’hibernation, vers mi-août, et s’apprêtent pour la reproduction en se faisant remarquer par une augmentation de volume des testicules.
Ce phénomène est suivi de la période d’accouplement, du mois de Septembre au mois de Novembre. Chez la femelle, la gestation va durer une soixantaine de jours et quand la mise bas s’annonce, elle construit un nid à 1 ou 3m environ au dessus du sol. La portée varie entre un et trois bébés pesant chacun 5 grammes environ àla naissance.
Les prédateurs des Microcèbes sont :
• Les carnivores comme Galidia elegans (Vontsira); Cryptoprocta ferox (Fosa) qui sont capables de fouiller les Microcèbes dans leur cavité.
• Les oiseaux nocturnes de grandes tailles comme Asio madagascariensis (Hankana)
• Quelques serpents en exemple de l’espèce Sanzinia madagascariensis (Manditra).
Méthodologie
Matériel
Matériel de capture
o Pièges Sherman
o Banane : utilisé comme appât
o Panier : pour apporter les pièges
o Lampe frontale : nécessaire pour les travaux nocturnes
Matériel de collecte des données
o Stylo
o Marker : pour les marquages.
o Cahier : pour l’enregistrement des données
o Petits sacs en tissu: utilisés pour mettre l’animalà étudier.
o Gants épais : pour tenir l’animal.
o Gants médicaux : utilisés pour éviter des éventuelles infections.
o Thermomètre à laser : pour prendre la température de l’animal.
o Pesola : pour peser l’animal.
o Scanneur ou Transpondeur : pour identifier l’animal.
o Micropuces : pour marquer les animaux.
o Pieds à coulisse : pour les différentes mensurations.
o Petite ficelle blanche : pour faciliter les mesures des circonférences.
Les signaux sensoriels utilisés
Odeurs
Extraits d’urines de :
Chat sauvage d’Amérique du Nord
Chien
Loup
Renard
Lion de montagne
Parfums :
huile parfum
Lavande
Kiwi fraise
Méthodologie
Prédateurs visuels
Lézard
Serpent gris
Serpent rouge
Serpent marron
Boa
Dinosaure
Pie-grièche
Hibou
Galidia
Bugs Bunny
Collier
Cordon
Tissu de couleur jaune
Tissu de couleur bleu
Tissu de couleur rouge
Sac « Ziploc » : sac plastique de conservation avecfermeture
Méthodes de Capture et de Recapture
Cette étude a duré pendant trois mois : du mois de Septembre au mois de Novembre 2008 dans le Parc National de Ranomafana. La collecte des données morphométriques a été faite pendant toutes les captures des Microcèbes. Les expériences n’ont duré qu’un mois, du 6 Octobre au 14 Novembre 2008 pour éviter le stress de ces petits animaux
Piégeage
Des pièges Sherman (30x8x10cm), disposés par pair, l`un et l`autre de chaque côté de la piste, ont été utilisés pour la capture des Microcèbes. Ainsi, 60 pièges ont été installés le long du chemin, dont 30 de chaque côté, la paire est située sur le même plan, suivant le système de pistes à Talatakely F, BF, B, A et D.
Les pièges, placés à 1-2 mètres au-dessus du sol tout au long de la piste, sont espacés de 25 à 50 m et. Ceux qui se trouvent à plus de 10 mètres de la piste sont camouflés avec des feuillages pour les dissimuler. Ils sont installés vers 16 heures tout en y mettant des appâts, et sont vérifiés puis enlevés à partir de 20h 30mn, soit 4 heures 30 minutes plus tard. Les Microcèbes capturés sont transportés au Laboratoiredu Centre ValBio pour être identifiés et mesurés.
Le « box plot » ou « boîte à moustache »
La boîte à moustache est une représentation graphique qui résume toutes les valeurs statistiques de la tendance centrale, de la dispersion et de la position. Description de la boîte à moustache (Normand G.R.S. et David L 2000)
La bande se trouvant au centre représente la médiane de la distribution : le premier et le troisième quartile sont les deux extrémités de la boîte. Ainsi si le premier est en bas et que le troisième est en haut, l’ensemble représente les 50% de la distribution. Seule la partie centrale de la boîte est nécessaire pour les interprétations, les variabilités des données pourraient se voir par la longueur du box plot.
La médiane nous donne l’estimation de la tendance centrale, l’emplacement de cette dernière nous permet de savoir si les données sont à distribution normale ou non.
Les longues lignes sorties des deux côtés de la boîte sont appelées « moustaches».
Les extrémités des moustaches avec ou sans les petites lignes perpendiculaires correspondent à des barrières internes, ces barrières sont soulignées dans les plus grandes valeurs observées qui sont encore moins par rapport à l’étape issue du troisième et du premier quartile. Si plusieurs données sont comme celles-ci et que la distribution est rudement symétrique alors les deux moustaches sont à peu près de longueurs identiques.
Quoi qu’il en soit si les points donnés sont relativement clairsemés dans un côté, il est possible que l’une des moustaches puisse être considérablement petite ou moins longue que l’autre, ce qui signifie qu’il n’y a pas assez de données. D’habitude, les barrières externes ne
sont pas mentionnées au delà du quartile. Si les données sont à distribution normale alors 95% pourraient tomber dans le rang de l’interquartile défini par la barrière interne, et 99 % sont entourées par la barrière externe.
En effet, tous les points compris entre ces barrières sont appelés « points annexes » ou « points loin » et ceux qui sont au delà des barrières externes sont appelés « points annexes lointains ».
Pour les expériences sensorielles
Le test de khi deux (χ2)
Il permet de vérifier s’il y a une relation entre les Microcèbes et les signaux sensoriels.
Il est nécessaire de recourir au test d’indépendance du χ2 lorsque l’analyse porte sur une relation bivariée comprenant deux variables non métriques (nominales et/ou ordinales).
L’analyse de deux variables non métriques s’effectue à l’aide de fréquences conjointes (tableau de contingence).
Le tableau croisé contient les fréquences correspondant au croisement des caractéristiques qui définissent les deux variables.
Le test du χ 2 permet donc d’accepter ou de rejeter l’hypothèse Ho suivant Hypothèse nulle (Ho ): « supposons que la proportion des Microcèbes mâles et celle des individus femelles entrant dans les pièges en présence des signaux sensoriels, sont égale ».
Représentation graphique des caractères morphologiques variables par sexe de Microcebus rufus de la première à la deuxième capture
Les figures de numéro 12 à 21 montrent les squelettes fondamentaux d’une boîte à moustache qui représentent les moitiés (50%) de l’observation, c’est-à-dire le rang de l’interquartile. La barre au dessus représente la valeur maximale tandis que la barre en dessous montre la valeur minimale et la bande au milieu indique la médiane.
Résultats de l’analyse analytique de la morphologie
Comparaison des moyennes des échantillons appariés par le test t.
Le tableau III montre le résultat de la comparaison des moyennes de chaque paire des caractères variables obtenus par le test t lors de la première capture et de la deuxième capture.
RESULTATS DE L’EXPERIENCE SENSORIELLE
Analyse descriptive de l’écologie sensorielle
Les résultats de l’expérience sensorielle sont récapitulés dans les tableaux en annexe (tableaux III, IV, V, VI). Ces tableaux présentent les détails sur les nombres des Microcèbes capturés dans les différents pièges contenant des types d’odeurs et des objets visuels, ainsi que les pièges dépourvus de ces signaux (odeurs, objets visuels), qui ont servi de témoins. Les opérations suivantes ont été effectuées afin d’observer la variation du nombre de Microcèbes attiré, indifférent ou ayant repoussé les pièges, sous l’effet des odeurs, des parfums et des témoins.
Extrait d’urine
L’extrait d’urine de chat sauvage : 4 Microcèbes dont 1 femelle et 3 mâles ; pièges numéros 15 – 16 -18 et 23.
L’extrait d’urine de coyote : 6 Microcèbes dont 4 mâles et 2 femelles ; pièges 7- 8 – 17 – 18 – 23 – 24.
Un mâle est capturé 2 fois dans le piège le numéro23.
L’extrait d’urine de loup : 5 Microcèbes dont 4 mâles et 1 femelle ; pièges numéros 17 – 18 -19 et 26.
Le piège numéro 17 a retenu 1 mâle et 1 femelle.
L’extrait d’urine de renard : 5 Microcèbes dont 3 mâles et 2 femelles ; pièges numéros 1-6-7-22 et 25.
L’extrait d’urine de lion de montagne : 5 Microcèbes dont 2 mâles et 3 femelles ; pièges numéros 16- 17- 21 et 23.
Le piège n° 21 a retenu un mâle et une femelle.
Analyse analytique de l’écologie sensorielle
Test de χ2
C’est la comparaison entre la proportion des individus mâles et femelles les plus capturés lors de l’expérience. Dans ce cas, toute la population des Microcèbes capturés est considérée ; c’est à dire que tous les captifs sont pris en compte. En effet, la taille de l’échantillon est de l’ordre de 107 individus (la première capture et la deuxième capture) qui représentent les 100% de l’observation dans ce test.
Table des matières
Liste des tableaux
Annexes
Liste des figures
ABREVIATIONS
INTRODUCTION
I. METHODOLOGIE
I.1. MILIEU D’ETUDE
I.1.1 Historique du Parc National de Ranomafana
I.1.2 Localisation géographique
I.1.3. Topographie générale
I.1.4. Climatologie
I.1.4.1. La température
I.1.4.2. La pluviométrie
I.1.4.3. L’humidité
I.1.5. Végétation
I.1.6. Faune
I.1.6.1. Insectes
I.1.6.2. Reptiles et Amphibiens
I.1.6.3. Oiseaux
I.1.6.4. Mammifères
I.2. MATERIELS ET METHODES
I.2.1. Matériel biologique
I.2.1.1. Classification de l’espèce Microcebus rufus
I.2.1.2. Statut de l’espèce Microcebus rufus
I.2.1.3. Identification de l’espèce Microcebus rufus
I.2.2. Matériel
I.2.2.1. Matériel de capture
I.2.2.2. Matériel de collecte des données
I.2.2.3. Les signaux sensoriels utilisés
I.2.3. Méthodes de Capture et de Recapture
I.2.3.1. Piégeage
I.2.3.2. Méthodes d’étude au Laboratoire
I.2.4. Méthode de l’expérience sensorielle
I.2.5. Méthodes d’analyses statistiques
I.2.5.1. Les statistiques descriptives
I.2.5.2. Les différents tests utilisés
II. RESULTATS ET INTERPRETATIONS
II.1. RESULTATS DE L’ANALYSE DES CARACTERES MORPHOLOGIQUES
II.1.1. Généralité sur la représentation de la distribution normale des variables
II.1.2. Statistique descriptive des variables de la première et la de deuxième capture des Microcèbes
II.1.3. Représentation graphique des caractères morphologiques variables par sexe de Microcebus rufus de la première à la deuxième capture
II.1.4. Résultats de l’analyse analytique de la morphologie
II.1.4.1. Comparaison des moyennes des échantillons appariés par le test t
II.1.4.2. Comparaisons des moyennes des échantillons indépendants.
II.1.4.3. Corrélation
II.2. RESULTATS DE L’EXPERIENCE SENSORIELLE
II.2.1. Analyse descriptive de l’écologie sensorielle
II.2.1.1. Extrait d’urine
II.2.1.2. Parfums
II.2.1.3. Objets visuels
II.2.2. Analyse analytique de l’écologie sensorielle
II.2.2.1. Test de χ2
III. DISCUSSIONS
III.1. LA CROISSANCE DU POIDS CORPOREL CHEZ Microcebus rufus à TALATAKELY
III.2. COGNITION ET ECOLOGIE SENSORIELLE DE Microcebus rufus
III.2.1. L’Odorat
III.2.2. La Vue
III.3 LES FONCTIONS DES ORGANES DES SENS CHEZ LES PRIMATES
CONCLUSION
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES
ANNEXES
