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Présentation de l’insecte
B. germanica (L) de l’ordre des Dictyoptères et de la famille des Blattellidae (Guillaumin et al., 1969), est une espèce domestique, cosmopolite, nocturne à développement hétérométabole. La taille des adultes peut varier de 11 à 13 mm, leur corps est ovale, aplati dorso-ventralement. Leur coloration peut aller de brun pâle à noir. La tête porte de longues et fines antennes, les pièces buccales sont de type broyeur, le thorax est recouvert à l’avant par le pronotum qui porte deux bandes longitudinales (Gordon, 1996). Les Blattes portent deux paires d’ailes. A l’extrémité postérieure de l’abdomen se trouve deux appendices sensoriels: les cerques, pourvus de soies à fonction tactile, olfactive et auditive (Wigglesworth, 1972). Cycle biologique de B. germanica : La femelle pond jusqu’à 8 oothèques contenant chacune jusqu’à 48 œufs (Gordon, 1996) et dont la durée de l’évolution embryonnaire est d’environ 17 jours. Les larves deviennent adultes en une centaine de jours et subissent six mues successives (Wattiez et Beys, 1999). La durée du développement du dernier stade larvaire est de 41 jours chez la femelle et de 40 jours chez le mâle. Les larves du dernier stade subissent alors une mue imaginale donnant l’adulte (Cornwell, 1968). Les adultes mâles possèdent un corps mince, un abdomen effilé et un pygidium non recouvert par les ailes. Les femelles de couleur plus sombre présentent un corps trapu et robuste (Rust et al., 1995), avec un abdomen arrondi recouvert par les ailes.
Présentation des insecticides
Le spinosad est un biopesticide dérivé de la fermentation d’une bactérie de sol, Saccharopolyspora spinosa. Le spinosad est formé par deux composés (85% spinosyne A et 15% spinosyne D). La formule empirique de la spinosyne A est C41H65NO10 avec un poids moléculaire de 731,98 g/mol et la formule empirique de la spinosyne D est C42H67NO10 avec un poids moléculaire de 746,00 g/mol. La formulation commerciale (DowAgroSciences, Indianapolis, USA) utilisée est Success 480 SC (SC: suspension concentrée 480g/l « Tracer »). L’indoxacarbe appartient à la famille des oxadiazines. La formule moléculaire est C22H17ClF3N3O7 avec un poids moléculaire de 527.84 g/mol. La formulation commerciale (DuPont, Wilmington, USA) utilisée est à 30% WG de matière active (WG: granules dispersibles dans l’eau).
Traitement des insectes et tests de toxicité
Les deux composés ont été utilisés, séparément, par application topique (3 µl/ insecte), sur la face latéro-ventrale des adultes mâles et femelles de B. germanica, nouvellement exuviés (0 jour). Différentes solutions stocks ont été préparées dans l’acétone pour le spinosad et dans l’eau pour l’indoxacarbe ; cependant et après un screening, les doses utilisées sont de 180, 360, 720 et 1440 ng/insecte pour le spinosad et 45, 60, 75 et 90 ng/insecte pour l’indoxacarbe.
L’essai pour chaque dose est conduit en utilisant 3 réplications qui comporte chacune 20 insectes ; une série témoin est conduite en parallèle et les individus reçoivent uniquement le solvant (3 µl), cette série d’expérience a été menée afin de caractériser le pouvoir insecticide (spinosad et indoxacarbe) à l’égard des adultes mâles et femelles de B. germanica et de déterminer les DL50 et DL90 à différents intervalles de temps après traitement (72, 96, 120 et 144 h), ainsi que les TL50 et TL90, pour les doses utilisées. Les pourcentages de mortalités observées des différentes séries ont été déterminés puis corrigés selon Abott (1925) pour éliminer la mortalité naturelle. Les pourcentages de mortalités corrigées subissent une transformation angulaire selon les tables de Bliss (1938), cités par Fisher et Yates (1957) et font l’objet d’une analyse de la variance à un critère de classification qui permet le classement des doses par le test de Tukey, afin d’évaluer l’effet des deux pesticides. Les données sont ensuite transformées en probits (Fisher et Yates, 1957). Le logarithme décimal des doses et des temps en fonction des probits nous permet de déterminer les droites de régression à partir des quelles, les DL50 et DL90, ainsi que les TL50 et TL 90 sont précisés (Finney, 1971); leur intervalles de confiance (IC) ont aussi été estimés, avec une probabilité de 95%, en utilisant la méthode de Swaroop et al. (1966).
Extraction et dosage des différents métabolites dans les ovaires
L’extraction des différents métabolites (protéines, glucides et lipides) a été réalisée selon le procédé de Shibko et al. (1966) sur les ovaires des femelles adultes témoins et traitées de B. germanica, prélevés à 0, 2, 4 et 6 jours et conservés dans 1 ml d’acide trichloroacétique (TCA) à 20% . Les protéines ovariennes ont été quantifiées selon la méthode de Bradford (1976) qui utilise le bleu brillant de Coomassie G250 (BBC) comme réactif [50 mg de bleu brillant de Coomassie, 25 ml d’éthanol (95%), 50 ml d’acide orthophosphorique (85%) et compléter à 500 ml avec de l’eau distillée] et l’albumine de sérum de bœuf (B.S.A) comme standard (1 mg/ml) . Les absorbances ont été lues à une longueur d’onde de 595 nm. Le dosage des glucides a été réalisé selon Duchateau et Florkin (1959). Cette méthode utilise l’anthrone comme réactif (150 mg d’anthrone, 75 ml d’acide sulfurique et 25 ml d’eau distillée) et une solution mère de glucose (1 mg/ml) comme standard. Les absorbances ont été lues à 620 nm . Les lipides ont été déterminés selon la méthode de Goldsworthy et al. (1972) utilisant la vanilline comme réactif et une solution mère de lipides [2,5 mg d’huile de table dans 1 ml de solvant éther/chloroforme (V/V)] comme standard. Les absorbances ont été lues après 30 minutes à une longueur d’onde de 530 nm . Tous les dosages ont été effectués sur des fractions aliquotes de 100 µl et les taux des différents métabolites ovariens ont été quantifiés grâce aux équations des droites de régression déterminées à partir des courbes de références.
Dosage de l’acétylcholinestérase
Le dosage de l’activité de l’AChE a été mené selon la méthode d’Ellman et al. (1961) qui consiste à fournir à l’enzyme (AChE) un substrat artificiel, l’acétylthiocholine (ASCh) qui sera hydrolysé en acide acétique et thiocholine (SCh).
Cette dernière en présence de DTNB (acide 5-5’-dithio-bis-2-nitrobenzoique) donne un produit jaune le TNB (acide 5-thio-2 nitrobenzoïque) que l’on dose à une longueur d’onde de 412nm. Les têtes des adultes mâles de B. germanica des séries témoins et traitées sont homogénéisées dans 1 ml de solution détergente [38,03 mg EGTA (acide éthylène glycol-bis,β aminoéthyl éther NNN’N’ tétra-acétique), 1ml Triton X 100% ,5,845 g NaCl (chlorure de sodium), 80 ml tampon tris (10 mM; pH 7)]. Quatre à cinq répétitions de trois têtes chacune sont réalisées. L’homogénat est centrifugé à une vitesse de 5000 tours/mn pendant 5 min. Le surnageant est récupéré pour servir comme source d’enzyme.
Le dosage de L’activité de l’AChE est réalisé sur une fraction aliquote de 100 µl auquel on ajoute 100 µl de DTNB préparé extemporanément [39,6 mg DTNB, 15 mg CO3HNa (bicarbonate de sodium), 10 ml tampon tris (0,1 M, pH 7)] et 1ml de tampon tris (0,1M; pH 7). Après 3 à 5 minutes de repos nécessaire pour épuiser la réaction spontanée, 100µl de substrat acétylthiocholine [23,6 mg ASCh, 1 ml eau distillée] sont ajoutés. La lecture des absorbances s’effectue toute les 4 minutes pendant 20 minutes à une longueur d’onde de 412 nm contre un blanc de gamme où 100 µl de la solution détergente remplacent la source d’enzyme.
Table des matières
I. INTRODUCTION
II. MATERIELS ET METHODES
1. Présentation du matériel biologique et élevage
1. 1. Présentation de l’insecte
1.2. Cycle biologique de B.germanica
1.3. Élevage en laboratoire
2. Présentation des insecticides
3. Traitements des insectes et tests de toxicité
4. Morphométrie des ovaires
5. Extraction et dosage des différents métabolites dans les ovaires
6. Détermination du potentiel reproducteur
7. Dosages enzymatiques
7.1. Dosage de l’acétylcholinestérase
7.2. Dosage de la lactate déshydrogénase
7.3. Dosage des glutathion S-transférases
7.4. Dosage du glutathion
8. Analyse statistique
CHAPITRE 1 : Toxicité
1. INTRODUCTION
2. RESULTATS
2.1. Toxicité du spinosad à l’égard des adultes mâles de B. germanica et détermination des DL50 et DL90
2.1.1. Après 72h de traitement
2.1.2. Après 96h de traitement
2.1.3. Après 120h de traitement
2.1.4. Après 144h de traitement
2.2. Toxicité du spinosad à l’égard des adultes femelles de B. germanica et détermination des DL50 et DL90
2.2.1. Après 72h de traitement
2.2.2. Après 96h de traitement
2.2.3. Après 120h de traitement
2.2.4. Après 144h de traitement
2.3. Toxicité de l’indoxacarbe à l’égard des adultes mâles de B. germanica et détermination des DL50 et DL90
2.3.1. Après 72h de traitement
2.3.2. Après 96h de traitement
2.3.3. Après 120h de traitement
2.3.4. Après 144h de traitement
2.4. Toxicité de l’indoxacarbe à l’égard des adultes femelles de B. germanica et détermination des DL50 et DL90
2.4.1. Après 72h de traitement
2.4.2. Après 96h de traitement
2.4.3. Après 120h de traitement
2.4.4. Après 144h de traitement
2.5. Détermination des TL50 et TL90 du spinosad chez les adultes mâles de B.germanica
2.5.1. Après traitement à 180 ng/insecte
2.5.2. Après traitement à 360 ng/insecte
2.5.3. Après traitement à 720 ng/insecte
2.5.4. Après traitement à 1440 ng/insecte
2.6. Détermination des TL50 et TL90 du spinosad chez les adultes femelles de B. germanica
2.6.1. Après traitement à 180 ng/insecte
2.6.2. Après traitement à 360 ng/insecte
2.6.3. Après traitement à 720 ng/insecte
2.6.4. Après traitement à 1440 ng/insecte
2.7. Détermination des TL50 et TL90 de l’indoxacarbe chez les adultes mâles de B. germanica
2.7.1. Après traitement à 45 ng/insecte
2.7.2. Après traitement à 60 ng/insecte
2.7.3. Après traitement à 75 ng/insecte
2.7.4. Après traitement à 90 ng/insecte
2.8. Détermination des TL50 et TL90 de l’indoxacarbe chez les adultes femelles de B.germanica
2.8.1. Après traitement à 45 ng/insecte
2.8.2. Après traitement à 60 ng/insecte
2.8.3. Après traitement à 75 ng/insecte
2.8.4. Après traitement à 90 ng/insecte
3. DISCUSSION
CHAPITRE 2 : Reproduction
1. INTRODUCTION
2. RESULTATS
2.1. Morphométrie de l’ovaire
2.1.1. Nombre d’ovocytes par paire d’ovaires
2.1.1.1. Effets du spinosad
2.1.1.2. Effets de l’indoxacarbe
2.1.2. Taille de l’ovocyte basal
2.1.2.1. Effets du spinosad
2.1.2.2. Effets de l’indoxacarbe
2.1.3. Comparaison de l’effet du spinosad et de l’indoxacarbe sur la morphométrie de l’ovaire
2.1.3.1. Nombre d’ovocytes
2.1.3.2. Volume de l’ovocyte basal
2.2. Biochimie de l’ovaire
2.2.1. Contenu en protéines par paire d’ovaires
2.2.1.1. Effets du spinosad
2.2.1.2. Effets de l’indoxacarbe
2.2.2. Contenu en glucides par paire d’ovaires
2.2.2.1. Effets du spinosad
2.2.2.2. Effets de l’indoxacarbe
2.2.3. Contenu en lipides par paire d’ovaires
2.2.3.1. Effets du spinosad
2.2.3.2. Effets de l’indoxacarbe
2.2.4. Comparaison de l’effet du spinosad et de l’indoxacarbe sur la biochimie de l’ovaire
2.2.4.1. Contenu en protéines par paire d’ovaires
2.2.4.2. Contenu en glucides par paire d’ovaires
2.2.4.3. Contenu en lipides par paire d’ovaires
2.3. Potentiel reproducteur
2.3.1. Période de préoviposition
2.3.1.1. Effets du spinosad
2.3.1.2. Effets de l’indoxacarbe
2.3.2. Comparaison de l’effet du spinosad et de l’indoxacarbe sur la période de préoviposition
2.3.3. Période d’incubation
2.3.3.1. Effets du spinosad et de l’indoxacarbe
2.3.4. Nombre d’œufs pondus par femelle (fécondité)
2.3.4.1. Effets du spinosad
2.3.4.2. Effets de l’indoxacarbe
2.3.5. Comparaison de l’effet du spinosad et de l’indoxacarbe sur le nombre d’œufs pondus
2.3.6. Nombre d’œufs éclos et pourcentage d’éclosion (fertilité)
2.3.6.1. Effets du spinosad
2.3.6.2. Effets de l’indoxacarbe
2.3.7. Comparaison de l’effet du spinosad et de l’indoxacarbe sur le nombre d’œufs éclos et pourcentage d’éclosion
3. DISCUSSION
3.1. Effets du spinosad et de l’indoxacarbe sur la biométrie des ovaires
3.2. Effets du spinosad et de l’indoxacarbe sur les métabolites ovariens
3.3. Effets du spinosad et de l’indoxacarbe sur le potentiel reproducteur
CHAPITRE 3 : Biomarqueurs enzymatiques
1. INTRODUCTION
2. RESULTATS
2.1. Activité spécifique de l’AChE
2.1.1. Effets du spinosad
2.1.2. Effets de l’indoxacarbe
2.2. Comparaison de l’effet du spinosad et de l’indoxacarbe sur l’activité
spécifique de l’AChE
2.3. Activité spécifique de la LDH
2.3.1. Effets du spinosad
2.3.2. Effets de l’indoxacarbe
2.4. Comparaison de l’effet du spinosad et de l’indoxacarbe sur l’activité spécifique de la LDH
2.5. Activité spécifique des GSTs
2.5.1. Effets du spinosad
2.5.2. Effets de l’indoxacarbe
2.6. Comparaison de l’effet du spinosad et de l’indoxacarbe sur l’activité spécifique des GSTs
2.7. Effets sur le taux de GSH
2.7.1. Effets du
spinosad
2.7.2. Effets de l’indoxacarbe
2.8. Comparaison de l’effet du spinosad et de l’indoxacarbe sur le taux de GSH
3. DISCUSSION
3.1. Effets du spinosad et de l’indoxacarbe sur les biomarqueurs enzymatiques
3.1.1. Effets sur l’AChE
3.1.2. Effets sur la LDH
3.1.3. Effets sur les GSTs
3.1.4. Effets sur le taux de GSH
CONCLUSION ET PERSPECTIVES
