Etude taxonomique

Un inventaire des Culicidés peuplant le lac des Oiseaux nous a permis de recenser différentes espèces. Dans l’ensemble, on observe une diversité des Culicidae avec une prédominance de la famille des Culicinae. A cet effet, l’analyse des relevés dans la zone d’étude montre, que la faune culicidienne est représentée par 6 taxons, appartenant à deux sous-familles : Anophelinae et Culicinae. Dans la sous-famille des Anophelinae, nous distinguons une seule espèce : Anopheles sacharovi. La sous famille des Culicinae comprend quatre genres et 6 espèces il s’agit de Culex theileri, Culiseta morsitans Culiseta ochroptera, Orthopodomyia pulcripalpis et Uranotaenia unguiculata.

D’après Hassaine (2002), Cx. theileri et Ur. unguiculata figurent parmi les espèces à très large répartition et sont répandues dans l’Afrique méditerranéenne d’Est en Ouest. Seguy (1924) mentionne pour la première fois la présence de Cs. morsitans à Alger, confirmé par Senevet & Prunelle (1928). Par ailleurs, Ghidini (1934) signale la présence des larves de Cs. morsitans en Lybie, alors qu’au Maroc, cette espèce a été citée une seule fois à Tanger (Charrier, 1924). Plus tard Gaud (1953) et Trari (1991) précisent qu’ils n’ont jamais trouvé cette espèce au Maroc. Berchi (2000), a noté 7 espèces de Culicidae appartenant à deux sous familles, alors que Hassaine (2002), dans la région Ouest d’Algérie (Tlemcen), a révélé la présence de 20 espèces de Culicidae. De son côté, Djebbar (2009) et Bouabida et al., (2012) signalent respectivement l’existence de 10 et 9 taxons appartenant à une seule sous famille celle des Culicinae ou Culex et Culiseta sont les taxons les mieux représentés. Brunhes et al., (2000), rapportent que la faune Culicidienne d’Algérie est riche de 48 espèces. Cette diversité réside dans la climatologie et la diversité des biotopes offerts au développement des Culicidés. Une étude sur la biosystématique des Culicidés effectuée par Lounaci (2003) dans quatre stations de la région orientale d’Alger, du marais de Réghaia et de l’oued Sébaou de Tizi Ouzou a permis de recenser 13 taxons appartenant à la sous-famille des Culicinae. Il s’agit de la tribu des Aedini et des Culicini représentées respectivement par les genres Aedes et Culex. Selon Faurie et al, (1980), le nombre d’espèces inventoriées est fonction du nombre d’individus récoltés.

Toxicologie du méthoxyfénozide

De nombreuses stratégies ont été mises en œuvre pour lutter contre les moustiques, allant de l’éradication des zones humides jusqu’à l’utilisation d’insecticides efficaces mais peu spécifiques. Aujourd’hui, les gîtes où se développent leurs larves sont souvent pollués par des xénobiotiques environnementaux. Il a été démontré que l’exposition de populations de moustiques à des polluants au stade larvaire peut moduler des phénomènes de résistance/tolérance aux insecticides chimiques, notamment par l’augmentation des activités enzymatiques de détoxication (Poupardin et al.,2008; Riaz et al.,2009; Poupardin et al., 2012). A court terme ou à long terme certains xénobiotiques peuvent modifier l’expression de certains gènes de détoxication autrement dit l’induction d’enzymes de détoxication capables de métaboliser certains insecticides pouvant augmenter leur tolérance vis-à-vis des insecticides.L’importante rémanence de ces insecticides dans l’environnement et le développement de phénomènes de résistance chez les insectes cibles, ont conduit à la nécessité de développer de nouveaux insecticides, tels que les régulateurs de croissance des Insectes (IGRs), parmi lesquels figure le méthoxyfénozide, objectif de notre étude.

Tests de toxicité

L’évaluation des potentialités des IGRs dans le contrôle des moustiques a fait l’o bjet de recherches intensives (Cornel et al., 2000). Bien que ces composés soient très toxiques pour les insectes, ils sont sans danger pour les mammifères et l’environnement (Smagghe et al., 2012). Egalement, ces composés ont été largement utilisés dans notre laboratoire notamment sur les moustiques et sur d’autres espèces d’insectes (Rehimi & Soltani, 1999; Rehimi, 2004; Taibi et al., 2003; Boudjelida et al., 2005; Aribi et al., 2006; Khebbeb et al., 2008; Soltani- Mazouni & Hami, 2010; Bouzeraa & Soltani-Mazouni, 2012; Alouani et al., 2014; Selmane- Meskache,2014). Nos essais expérimentaux par le méthoxyfénozide sur les larves nouvellement exuviées du quatrième stade de Cs. morsitans ont mis en évidence un effet toxique significatif, affectant considérablement la mortalité des larves et des stades suivant. L’une des conséquences de cette mortalité revient principalement à une mue accélérée voire incomplète des larves. Ce même effet a été observé dans d’autres groupes de Diptères tel que Chironomus tentans de la famille des Chironomidae (Smagghe et al., 2000). Beckage et al., (2004) ont testé la potentialité du méthoxyfénozide (RH-2485) , du tébufénozide (RH-5992) et du RH-5849 à l’égard d’Aedes aegypti, Culex quinquefasciatus et Anopheles gambiae, et le méthoxyfénozide s’est avéré le plus toxique avec des concentrations létales CL50 respectives de 128,5; 31,2; and 27,5µg/L. Ainsi, ces analogues de l’ecdysone ont été classés selon leur efficacité en RH-2485 >RH- 5992 > RH-5849.

D’autres travaux démontrent l’efficacité de cette molécule dans différents groupes d’Insectes, chez les Diptères comme Culex pipiens et Culiseta longiareolata avec des CL50 respectives de 25 et 24,54 µg/L (Djebar, 2009) ou encore contre le Lépidoptère Spodoptera littoralis (Smagghe et al., 2000) qui révèle une CL50 de l’ordre de 1,15mg/L. Nos essais toxicologiques sur les larves du dernier stade Cs. morsitans, montrent un effet toxique significatif du méthoxyfénozide avec une CL50 de 0,059 mg/L qui se traduit par une mortalité croissante avec l’augmentation des différentes concentrations. Des effets létaux et sublétaux sur Spodoptera frugiperda, ont été également observés par le traitement des larves du cinquième stade jusqu’à la nymphose avec le méthoxyfénozide incorporé à la nourriture (Zarate et al., 2011). En comparant nos résultats à ceux cités précédemment nous pouvons avancer l’hypothèse selon laquelle la variabilité de la toxicité du méthoxyfénozide est dépendante de l’espèce. En effet Cs. morsitans est moins sensible que Cx. quinquefasciatus, An. gambiae, Cx. pipiens et Cs. longiareolata mais plus sensible qu’Ae. aegypti et S. littoralis. D’autres expériences ont montré que le méthoxyfénozide (RH-2485) est plus efficace que le tébufénozide (RH-5992) (Ishaaya et al., 1995 ; Smagghe et al.,1999), confirmés par d’autre essais prouvant que l’affinité du RH- 2485 aux récepteurs est très grande par rapport à celle du RH-5992 chez Plodia interpunctella (Pyralidae) (Carlson et al., 2001). Dans l’étude de l’activité résiduelle du méthoxyfinozide et du tébufenozide, les résultats obtenus montrent que les œufs de Cydia pomonella sont plus sensibles aux deux produits testés que les œufs de Molesta grapholita (Lépidoptera : Tortricidae ) (Borchet et al., 2004), et que le RH-2485 avec une CL50 de 0 ,049 mg/kg était quatre fois plus efficace que le RH-5992 avec une LC50 de 0,185 mg/kg chez Diatraea grandiosella (Lepidoptera: Crambidae) (Trisyono & Chippendale,1997). L’activité comparée de trois agonistes des ecdystéroïdes l’halofénozide (RH-0345), le tébufénozide (RH-5992) et le RH- 5849 a été examinée par application topique chez Ephestia kuehniella (Lepidoptera: Pyralidae). Les DL50 ont été estimées respectivement à 5,10, 0,05 et 0,005 µg/insecte (Hami et al., 2005). Cette différence pourrait avoir pour origine la variabilité interspécifique dans la structure du récepteur de l’ecdysone des différents ordres d’insectes (Smagghe et al., 1996 a). Williams et al., 2002, proposent que la susceptibilité variable aux agonistes des ecdystéroïdes puisse être associée à l’induction de l’ecdystéroïde 26-hydroxylase (ecdyseroid-26-hydroxylase), une enzyme responsable du métabolisme des ecdystéroïdes.