Etude épidémiologique du groupe Schistosoma haematobium chez les mollusques impliqués dans la transmission de la bilharziose à Niakhar

Historique et définition de la Bilharziose

 Les premiers écrits sur la bilharziose remontent à l’Egypte pharaonique avec l’hématurie, mentionnée et traitée dans les papyrus médicaux dès la XVIIIe dynastie, vers 1550 av. J.-C (Ziskind, 2009). En 1850, le médecin allemand Theodor Bilharz, décrivit pour la première fois la présence des vers dans les vaisseaux de l’intestin et de la vessie (Chippaux, 2000). Mais plus tard, suite à des observations plus approfondies du vers mâle présentant un canal gynécophore, Weinland en 1858 proposa le nom de Schistosoma (schisto= fendu ; soma= corps) et la maladie fut appelée schistosomiase (Tan & Ahana, 2007). En 1910, Katsurada et Hashegawa parviennent à infester expérimentalement des chiens dans des rivières contaminées, tandis que Matsura s’infeste en plongeant ses mains dans l’eau contaminée par les schistosomes. La notion capitale d’infestation par voie transcutanée était désormais établie. La bilharziose du nom de Bilharz est due à ces vers appartenant au genre Schistosoma (Gryseels et al., 2006) et qui infecte leurs hôtes en pénétration transcutanée. C’est une maladie à transmission hydrique (Doumenge & Reaud-Thomas, 1988), impliquant différentes espèces de schistosomes dont le cycle nécessite le passage obligatoire par un mollusque d’eau douce (Diaw et al., 1990). Aujourd’hui, la bilharziose fait partie des 17 maladies tropicales négligées recensées par l’OMS (2011) et représente une parasitose d’importance médicale et vétérinaire considérable dans les régions tropicales et subtropicales (Webster et al., 2013) surtout en Afrique sub-saharienne.

Position systématique des schistosomes humain et animal 

Ce sont des Métazoaires triploblastiques, appartenant au phylum des Plathelminthes, à la classe des Trématodes, à la sous-classe des Digènes, à l’ordre des Strigeatida La Rue, 1957, à la famille des Schistosomatidae Poche, 1907, à la sous-famille des Schistosomatinae Poche, 1907 et au genre Schistosoma Weinland, 1858 (Soko et al., 2017). Plus de 100 espèces de Schistosomatidae sont connues, parasitant les vertébrés à sang chaud et ayant toutes en commun un cycle parasitaire intermédiaire chez un mollusque gastéropode d’eau douce (Soko et al., 2017). Ces espèces ont un spectre parasitaire très large dans le monde surtout en Afrique subtropical, avec une répartition géographique qui suit celle de leurs hôtes.

 Distribution géographique des schistosomes

 La schistosomiase est l’une des maladies parasitaires les plus répandues dans le monde, sa transmission est avérée dans 78 pays (OMS, 2017). Au total, six espèces de schistosome sont pathogènes pour l’Homme (Tchuem Tchuenté, 2006 ; OMS, 2016). La bilharziose intestinale à Etude épidémiologique du groupe Schistosoma haematobium chez les mollusques impliqués dans la transmission de la bilharziose à Niakhar (Fatick) Sénégal 4 Schistosoma mansoni (Sambon, 1907), est la plus commune dans le monde avec une distribution importante en Afrique tropicale. On la retrouve aussi dans les Antilles et l’Amérique du Sud où elle fut importée et en Asie dans la péninsule arabique (ANOFEL, 2014). Le S. japonicum (Katsurada, 1904) est localisé en Asie, principalement aux Philippines et en Chine (Colley et al., 2014), il a été aussi signalé en Thaïlande (Chitsulo et al., 2000 ; Tchuem Tchuenté, 2006). Alors que le S. mekongi (Voge, Bruckner & Bruce, 1978) est retrouvé dans plusieurs districts du Cambodge et de la République démocratique populaire lao (OMS, 2017).Ces trois derniers en plus de S. intercalatum (Fisher, 1934) et S. guineensis (Pagés et al., 2003), sont responsables de schistosomoses hépato-intestinales. La forme urinaire, due à S. haematobium Bilharz, 1852 (Ziskind, 2009), est présente dans la plupart des pays du continent africain et du Moyen-Orient (Chitsulo et al., 2000 ; Tchuem Tchuenté, 2006), en Corse (France) (OMS, 2017), l’Amérique est indemne (ANOFEL, 2014). Le S.intercalatum et S. guineensis sont recensés dans les zones des forêts tropicales humides en Afrique centrale (OMS, 2017). A côté de ces espèces, d’autres schistosomes exclusives du bétail (Soko et al., 2017), sont retrouvées à travers l’Afrique, le Moyen-Orient, l’Asie et certains pays riverains de la Méditerranée (Standley et al., 2012). Parmi ces espèces on peut citer : S. bovis (Sonsino, 1876), S. curassoni (Brumpt, 1931), S. mattheei (Veglia & Le Roux, 1929), S. margrebowiei (Le Roux, 1933), S. rodhaini (Brumpt, 1931), S. leiperi (Le Roux, 1955). Au Sénégal, seuls S. bovis et S. curassoni sont identifiés comme schistosomes du bétail avec des prévalences respectives de 15 à 62% et de 2 à 16% (Diaw & Vassiliades, 1987). Certaines espèces de schistosomes sont apparentées formant ainsi des groupes. C’est le cas du groupe S. haematobium, regroupant toutes les espèces humaines et animales apparentées à S. haematobium avec une large distribution en Afrique (annexe 2). Figure 1 . Répartition géographique des schistosomes humains (Ferrari & Moreira, 2011). Etude épidémiologique du groupe Schistosoma haematobium chez les mollusques impliqués dans la transmission de la bilharziose à Niakhar (Fatick) Sénégal 

 Les schistosomes du groupe Schistosoma haematobium 

Les membres du groupe Schistosoma haematobium comprennent trois espèces pathogènes pour l’homme (S. haematobium, Schistosoma intercalatum et S. guineensis) et cinq autres infectant les animaux surtout les ruminants sauvages et domestiques (Schistosoma bovis, S. curassoni, S. mattheei, S. leiperi et S. margrebowiei)(Abbasi et al., 2007 ; Kane et al., 2008). Par conséquent, le groupe dans son ensemble est d’une importance médicale et vétérinaire immense (Webster et al., 2006). Les espèces qui le composent sont apparentées et peuvent interagir et éventuellement s’hybrider. De cette hybridation peuvent résulter des souches avec un spectre d’hôtes plus large et/ou plus résistantes au traitement (Webster et al., 2013). Figure 2 . Interrelations des espèces du groupe S. haematobium indiquant : (i) la distribution des parasites parmi différents hôtes vertébrés (les icônes grises : les preuves expérimentales, les icônes noires : les données dans la nature), et (ii) les appariements d’espèces connues pour s’hybrider (A-F) (lignes pleines) ou suspectées (lignes brisées) (Webster et al., 2006). 

Présentation du cycle parasitaire des espèces du groupe S. haematobium

 Il est hétéroxène avec deux phases de multiplication : une phase asexuée chez le mollusque gastéropode, l’hôte intermédiaire et une phase sexuée chez l’hôte vertébré (l’hôte définitif).  Phase asexuée chez l’hôte intermédiaire : les mollusques d’eau douce Lesœufssont excrétés avec l’urine ou les matièresfécaleset peuvent rester viables jusqu’à 7 jours. Une fois dans l’eau, ils libèrent des miracidiums (longévité de 48h), qui, guidés par des stimuli chimiques (Gryseels et al., 2006) pénètrent les mollusques. Ils subissent une multiplication asexuée, bourgeonnent, donnant ainsi dessporocystes(environ 19 jours)(Benex & Jacobelli,1981 ; Gentilini & Dufflo, 2000). Ces derniers évoluent en un deuxième stade larvaire (les cercaires), infectieux pour l’homme et les animaux (Diaw & Vassiliades, 1987 ; OMS, 2016). Des milliers de cercaires émergent du mollusque par effraction aux heures chaudes de la journée (Gryseels et al., 2006), à la recherche de l’hôte définitif. Ce stade dure environ un mois et se déroule en grande partie au niveau de l’hépato-pancréas du mollusque. Etude épidémiologique du groupe Schistosoma haematobium chez les mollusques impliqués dans la transmission de la bilharziose à Niakhar (Fatick) Sénégal 6  Phase sexuée chez l’hôte définitif : exemple chez l’Homme L’homme se contamine au cours d’une baignade dans une eau douce infestée de larves (Ballivet deRégloix etal., 2012). Attirés par chimiotactisme dȗ aux sécrétions cutanées, les furcocercaires pénètrent la peau de son hôte à traversla couche cornée grâce à une activité mécanique et chimique (Gentilini & Dufflo, 2000). Ils perdent leur queue etse transforment en de jeunes schistosomules, qui migrent dansle foie à travers la circulation sanguine (Gryseels et al ., 2006). Dansles veinules portes intra-hépatiques, ils vont poursuivre leur développement jusqu’à la maturité sexuelle (environ 3 semaines) (Gentilini & Dufflo, 2000). Les femelles s’engagent dans les fines ramifications veineuses de l’intestin ou de la vessie, pondent leurs œufs qui, par effraction, tombent dans la cavité de l’organe (ANOFEL, 2014) et sont éliminés par les excréta. D’autres migrent à contre-courant etsontséquestrés dans différents viscères dont le foie (Aubry &Gaüzère, 2016).Cette phase sexuée se déroule de la même manière chez lesréservoirs humains et animaux.

DEDICACESI
REMERCIEMENTS
Liste des abréviation
Liste des sigles
Liste des figures
Liste des tableaux
INTRODUCTION
CHAPITRE I : REVUE BIBLIOGRAPHIQUE
I.1. Historique et définition de la Bilharzios
I.2. Position systématique des schistosomes humain et animal
I.3. Distribution géographique des schistosomes
I.4. Les schistosomes du groupe Schistosoma haematobium
I.4.1. Présentation du cycle parasitaire des espèces du groupe S. haematobium
I.4.2. Description morphologique du parasite adulte et des œufs
I.4.2.1. Formes adultes
I.4.2.2. Œufs
I.4.3. Présentation de l’hôte intermédiaire
I.4.3.1. Position systématique
I.4.3.2. Bio-écologie des mollusques gastéropodes
I.4.3.2.1. Cycles de développement des mollusques gastéropodes
I.4.3.2.2. Habitat
I.5. La Bilharziose à Schistosoma haematobium chez l’Homme
I.5.1. Facteurs de risque
I.5.2. Physiopathologie, symptômes et complications
I.5.3. Stratégies de lutte contre la bilharziose
I.5.3.1. Diagnostic
I.5.3.2. Traitement
I.5.3.2.1. Lutte contre les mollusques
I.5.3.2.2. Chimiothérapie antiparasitaire
I.5.3.2.3. Sensibilisation en zone endémique
CHAPITRE II : MATERIEL ET METHODES
II.1. ZONE D’ETUDE
II.2. Collecte des échantillons biologiques
II.2.1. Sélection des points d’eau pour la collecte des mollusques
II.2.2. Collecte des mollusques (Bulinus)
II.2.3. Identification des mollusques collectés
II.2.4. Collecte d’urine (témoin positif)
II.3. Analyses moléculaires
II.3.1. Extraction de l’ADN
II.3.1.1. Extraction avec le CTAB 2%
II.3.1.2. Extraction avec le Kit OMEGA
II.3.2.PCR quantitative en tempsréel pour la détection des parasites du groupe Schistosoma haematobium dans les mollusques et les témoins positifs
II.3.3. PCR standard
II.3.3.1. Amplification par PCR
II.3.3.2. Migration et visualisation sur gel
II.3.3.2.1. Préparation du gel d’agarose
II.3.3.2.2. Migration et visualisation
II.3.4. Validation du seuil de positivité de la qPCR par PCR Standard
II.4. Analyses statistiques des données
CHAPITRE III : RESULTATS ET DISCUSSION
III.1. RESULTATS
III.1.1. Echantillonnage des mollusques
III.1.2. Dynamique périodique des mollusques dans chaque village
III.1.3. Détection des schistosomes du groupe S haematobium chez les bulins
III.1.4. Niveau d’infestation selon les villages
III.1.5. Infestation selon le site et la période
III.1.6. Dynamique des bulins et de leur infestation selon la pluviométrie
III.2. DISCUSSION
CONCLUSION ET PERSPECTIVES
Référence
REFERENCES 1 : Bibliographie
REFERENCES 2 : Webographie