Etude écophysiologique et systématique des Culicidae

Paramètres physico-chimiques des eaux des stations d’étude

Appréciation de la qualité des eaux des sites étudiée a été basée sur l’évaluation de nombreux paramètres physico-chimiques tels que, température (C°), le PH (Potentiel Hydrogène), la conductivité, les matières en suspension, la demande biochimique en oxygène, oxygène dissous, chlorure et les formes d’azote. Ses paramètres servent à définir les caractérisations de chaque station étudiée. Leur connaissance peut expliquer globalement le développement et l’évolution des organismes aquatiques. Aussi ses données peuvent servir comme un moyen de comparaison entre les stations et la diversité des peuplements Culicidiennes. Ses paramètres sont prélevés dans les différents sites d’échantillonnage et durant chaque sortie pour les prélèvements, pendant toute la période d’étude.
La température: Ce paramètre révèle un impact direct sur le développement et le cycle biologique de la plupart des insectes aquatiques. La température agit en particulier sur la durée de développement des stades larvaire.
Le PH (Potentiel Hydrogène): Le PH est mesuré avec un PH mètre type Hanna HI 8424. Il Présente la concentration en ions H+ de l’eau. Il traduit ainsi la balance entre acide et base sur une échelle de 0 à 14,7 étant le PH de neutralité. Ce paramètre caractérise un grand nombre d’équilibre physico-chimique et dépend de facteurs multiples, dont l’origine de l’eau.
Matière en suspension (M.E.S): Ses matières sont estimées par la méthode de filtration AFNOR (NF EN 872). Elles sont déterminées par filtration d’un échantillon d’eau et séchage des matières retenues. Les MES contribuent à déséquilibrer le milieu aquatique en accroissant la turbidité. Elles contribuent à diminuer l’oxygène dissous, qui en conséquence peut limiter la durée du développement de la vie aquatique et à créer des déséquilibres entre diverses espèces.
Conductivité électrique: La conductivité électrique représente la résistance qu’oppose l’eau au passage d’un courant électrique. Elle est exprimée en µs/cm. C’est un paramètre d’appréciation des concentrations globales des matières en solution (éléments ionisés dissous) dans l’eau. Elle est mesurée par un conductivimètre.
Oxygène dissous: La mesure de l’oxygène dissous est estimée par la méthode photométrique (hi 83099- hi 83200). La concentration en oxygène dissous est un paramètre essentiel dans le maintien de la vie, et donc dans les phénomènes de dégradation de la matière organique et de la photosynthèse. Sa teneur est déterminée principalement par la respiration des organismes aquatiques, l’oxydation des polluants, l’activité photosynthétique de la flore et les échanges avec l’atmosphère. Le stock d’oxygène est très limité et par conséquent il devient très fragile. Cette saturation ou solubilité maximal st en fonction de la température et de la salinité.

L’azote ammoniacal, les nitrites, les nitrates

Les quantités de ces molécules sont estimées selon la méthode Afnor par spectrophotomètre UV-visible light wave 2 (190 nm-1100 nm). L’azote peut se présenter sous les formes suivantes : azote organique, ammoniac, nitrite et nitrate. La somme de ces quatre formes constitue l’azote total. L’ammoniac est la principale forme d’azote utilisée par les bactéries pour l’oxydation de la DBO. Les bactéries commencent leur travail dès qu’ils entrent en contact avec la DBO. C’est pourquoi il est très important que l’ammoniac soit présent au début du processus de traitement biologique. Les nitrites (NO2-) : Polluants chimiques les plus répandus, les nitrites sont produits par l’oxydation de l’ammoniaque ou proviennent de déchets agricoles, urbains et industriels. En aquaculture et dans les aquariums d’eau douce, les nitrites doivent être contrôlés car ils sont très toxiques. Les nitrates (NO3-) est un nutriment essentiel pour les plantes et doit être contrôlé afin de maintenir leur santé et leur rendement. Cependant, des niveaux excessifs sont nuisibles et peuvent même brûler les plantes.

Caractéristiques morphologiques d’ientification et bioécologie du genre Culex

Les espèces appartenant à ce genre se caractérisent par : Les œufs sont pondus agglomérés en nacelle. Les œufs de Culex sont collés ensemble côté à côté pour former une sorte de petite barquette.
Les larves sont pourvues d’un siphon respiratoire bien développé dont le bord inferieur sert d’attache à plusieurs touffes de soies ventrales .
Les femelles adultes possèdent des palpes maxillaires nettement plus courts que la trompe. Les organes sensoriels portés à l’apex du tarsommer ‘5 présentent un empodium et deux pulvilli. Les mâles de ce genre se distinguent aisément à partir du gonocoxite qui présente une touffe de soies subapicale .
Les larves de Culex peuvent s’installer dans des eaux douces, très fortement polluées ou dans des eaux saumâtres. Certaines formes du complexe Cx. pipiens sont étroitement associées à l’homme et à ses habitats. Il bénéficie d’une très large distribution géographique.
Culex pipiens Linné, 1758: Culex pipiens a pour synonymes Culex agilis , Culex azoriensis , Culex bifureatus et Culex haenatophagus. La larve possède une tête longue, la soie antennaire 3-A est proche de 4-A et l’épine préclypéale est mince et effilée à l’apex. Les soies céphaliques 5-C et 6-C sont formées de 4 branches et plus. Le mentum possède 8 dents et plus de part et d’autre de la dent médiane. Le VIIIème segment présente des écailles toutes sans épine médiane . Le siphon respiratoire est à bords droits ou convexes possédant une seule soie latérale . Le nombre de paires de soies siphonique est limité à 4 ou 5. La soie 1a-S du siphon est positionnée au-delà de la dent distale du peigne du siphon, celle-ci est composée de 2 à 5 branches. La dent distale du peigne siphonal est composée de 3 à 5 denticules.
L’épine subapicale 2-S du siphon est courte . Le complexe pipiens ayant des caractéristiques biologiques très variées, représente une variabilité morphologique et génétique très importante.

Caractérestiques morhologiques d’identification et bioécologie du genre Culiseta

Les espèces qui appartiennent à ce genre possèdent les caractères morphologiques suivants : Les œufs sont pondus en radeau. Le siphon respiratoire des larves de ces espèces est assez particulier, car il porte une paire de soies insérées à la base du peigne, et absence totale des plaques abdominaux sur le segment VIII. Les femelles à l’état adulte sont de grande taille avec des coquiez thoracique préspiraculairs.
Culiseta (Allotheobaldia) longiareolata : Culiseta longiareolata à pour synonymes Culex longiareolata et theobaldia spathipalpis .
La tête est sombre, très pigmentée, l’antenne est courte à tégument lisse. Le mentum est triangulaire . Le peigne siphonal s’étend sur quasiment tout le siphon avec des dents disposées irrégulièrement le long du siphon et deux touffes de soies basales .
L’adulte de Culiseta longiareolata est caractérisé par une tête couverte d’écailles sombre est le scutum se distingue par trois anneaux claires, on remarque aussi la présence d’une tache d’écailles sombre sur l’aile .
Au niveau de l’abdomen, l’ornementation des tergites III avec une bande basale claire et un semis d’écailles claires chez la femelle. Chez le mâle, le génitalia est caractérisé par un coxite est abondamment poilu, environ deux fois court, portant à l’apex une forte épine trapue.

Caratérestiques morphologiques d’identification et bioécologie du genre Aedes

Ce genre de la famille des Culicidaes contiens des espèces bien particulières par : Leurs œufs qui sont pondus isolement accroches à l’eau par un système de réticulations tensioactives. Les œufs des Aedes sont pondus isolément. Certaines espèces les déposent sur le bord des gîtes, dans la boue ou sur la végétation où ils peuvent résister à la dessiccation pendant plusieurs semaines ou mois, jusqu’à ce qu’ils soient immergés , Les larves sont pourvues d’un siphon respiratoire trapu portant une touffe de soie médiane.
Les adultes se caractérisent par la présence de soies post spiraculaires, le génitalia des mâles se distingue par la présence d’un gonostyle très net entaillant le bord interne du gonocoxite sur toute sa longueur, ce sont des moustiques de couleur foncée garnis d’écailles blanches brunes ou dorées et les ailes sont non tachées.
Aedes (Ochleratattus) Caspius : Aedes caspius à pour synonyme Aedes punctatus et Culex dorsalis. La larve est caractérisée par un segment antennaire nettement spéculé, et la soie A-1 est constituée de plus de trois branches , les dents du VIIIème tergite sont disposées en désordre. Le siphon dépourvu de soies dorsales , La soie 1a-S est de 5 à 10 branches et les dents du peigne du siphon en une forme d’épines . Le moustique est reconnaissable à ses couleurs pales, au scutum qui présente des bandes claires continues, avec des écailles de couleur jaune crème ou blanche à la ligne abdominale médiane dorsale d’écailles pales.

Table des matières

INTRODUCTION GENERALE
CHAPITRE 1:Inventaires et bioécologie des moustiques de la région de Tébessa
1. INTRODUCTION
2. MATERIELS ET METHODES
2.1. Présentation de la région d’étude (Tébessa)
2.1.1. Présentation des sites d’étude
A- Stations de la commune de Tébessa
B- Station de la commune d’El Hammamet
C- Station de la commune de Morsott
D- Station de la commune d’Ouenza
E- Station de la commune de Mrij
2.2. Données climatiques de la région d’étude
2.2.1. La précipitation
2.2.2. La température
2.2.3. Diagramme ombrothermique
2.3. Inventaires de la faune Culicidienne de la région de Tébessa
2.3.1. Identification des espèces
2.3.2. Indices écologiques
2.3.2.1. Indices de compositions
A- Richesse spécifique (totale) et moyenne
B- Abondance relative
C- Fréquence d’occurrence
2.3.2.2. Indice de structures
A- Indice de diversité de Shannon- Weaver
B- Equitabilité (équirépartition)
2.3.3. L’analyse en composantes principales (A.C.P)
2.3.4. Paramètres physico-chimiques des eaux des stations d’étude
2.3.4.1. La température
2.3.4.2. Le PH (Potentiel Hydrogène)
2.3.4.3. Matière en suspension (MES)
2.3.4.4. Conductivité électrique
2.3.4.5. Oxygène dissous
2.3.4.6. Demande Biochimique en Oxygène
2.3.4.7. Chlorure
2.3.4.8. L’azote ammoniacal, les nitrites, les nitrates
3. RESULTATS
3.1. Inventaire des Culicidae dans la région de Tébessa en 2011
3.1.1. Caractéristiques morphologiques d’identification et bioécologie du genre Culex
3.1.2. Caractéristiques morphologiques d’identification et bioécologie du genre Culiseta
3.1.3. Caractéristiques morphologiques d’identification et bioécologie du genre Aedes
3.1.4. Caractéristiques morphologiques d’identification et bioécologie du genre Uranotaenia
3.1.5. Caractéristiques morphologiques d’identification et bioécologie du genre Anophele
3.2. Indices écologique
3.2.1. Richesse totale et moyenne des Culicidae de la région d’étude
3.2.2. Abondance relative et la fréquence des Culicidae du gîte de Fatma-El zohra
3.2.3. Abondance relative et la fréquence des Culicidae du gîte de Marja
3.2.4. Abondance relative et la fréquence des Culicidae du gîte Copemad
3.2.5. Abondance relative et la fréquence des Culicidae du gîte El Hammamet
3.2.6. Abondance relative et la fréquence des Culicidae du gîte Morsott
3.2.7. Abondance relative et la fréquence des Culicidae du gîte Ouenza
3.2.8. Abondance relative et la fréquence des Culicidae du gîte Mrij
3.2.9. Abondance relative des espèces Culicidienne récoltée dans chaque site
3.3. Indice de diversité et d’équitabilité des espèces Culicidienne récoltée dans la région
3.4. Etude spatio-temporelle des espèces de Culicidae dans la région d’étude
3.4.1. Variation spatio-temporelle des espèces de Culicidés du gîte Fatma-El zohra
3.4.2. Variation spatio-temporelle des espèces de Culicidés du gîte Marja
3.4.3. Variation spatio-temporelle des espèces de Culicidés du gîte Copemad
3.4.4. Variation spatio-temporelle des espèces de Culicidés du gîte El Hammamet
3.4.5. Variation spatio-temporelle des espèces de Culicidés du gîte Morsott
3.4.6. Variation saisonnière des espèces de moustique du gîte d’Ouenza
3.4.7. Variation saisonnière des espèces de Culicidae du gîte Mrij
3.5. Paramètres physico-chimiques des stations d’étude
3.5.1. Paramètres physico-chimiques de gîte Fatma- Elzohra
3.5.2. Paramètres physico-chimiques de gîte Marja
3.5.3. Paramètres physico-chimiques de gîte Copemad
3.5.4. Paramètres physico-chimiques de gîte El Hammamet
3.5.5. Paramètres physico-chimiques de gîte de Morsott
3.5.6. Paramètres physico-chimiques du gîte Ouenza
3.5.7. Paramètres physico-chimiques du gîte Mrij
3.6.Analyse des composantes principales à des différents gîtes d’études en fonction
d’effectifs des espèces
4. DISCUSSION
CHAPITRE II:Essais de lutte biologique
1.INTRODUCTION
2. MATERIELS ET METHODES
2. 1. Matériel biologique
2.1.1. Position systématique
2.1.2. Cycle de développement des moustiques
A. Les œufs de moustiques
B. Les stades larvaires
C. Le stade Nymphal
D. Le stade adulte
2.1.3. Elevage de moustiques
2.2. Bio-insecticide (Bacillus thuringiensissspisraelensis)
2.3. Essais toxicologiques
2.4. Effet du Bacillus thuringiensisVectobac G sur le développement des moustiques
2.5. Effet du Bacillus thuringiensisVectobac G sur le potentiel reproducteur des moustiques
3. RESULTATS
3.1. Toxicité du Bt.Vectobac G à l’égard des larves de Culex pipiens
3.1.1. Action directe du Bt. Vectobac G sur le stade L1 de Culex pipiens
3.1.2. Action cumulée du Bt.Vectobac G sur le stade L1 de Culex pipiens
3.1.3. Action directeduBt.Vectobac G sur le stade L2 de Culex pipiens
3.1.4. Action cumulée du Bt.Vectobac G sur le stade L2 de Culex pipiens
3.1.5. Action directe du Bt. Vectobac G sur le stade L3 de Culex pipiens
3.1.6. Action cumulée du Bt.Vectobac G sur le stade L3 de Culex pipiens
3.1.7. Action directe du Bt.Vectobac G sur le stade L4 de Culex pipiens
3.1.8. Action cumulée du Bt.Vectobac G sur le stade L4 de Culex pipiens
3.2. Toxicité du Bt.Vectobac G sur les larves de Culisetalongiareolata
3.2.1. Action directe du Bt.Vectobac G sur le stade L1 deCulisetalongiareolata
3.2.2. Action cumulée du Bt.Vectobac G sur le stade L1 de Culisetalongiareolata
3.2.3. Action directe du Bt.Vectobac G sur le stade L2 de Culisetalongiareolata
3.2.4. Action cumulée du Bt.Vectobac G sur le stade L2 de Culisetalongiareolata
3.2.5. Action directe du Bt. Vectobac G sur le stade L3 de Culisetalongiareolata
3.2.6. Action cumulée du Bt.Vectobac G sur le stade L3 de Culisetalongiareolata
3.2.7. Action directe du Bt. Vectobac G sur le stade L4 de Culisetalongiareolata
3.2.8. Action cumulée du Bt.Vectobac G sur le stade L4 de Culisetalongiareolata
3.3. Effet du Bt. Vectobac G sur le développement de Culex pipienset Culisetalongiareolata
3.3.1. Effet du Bt. Vectobac G sur la durée de développement de Culex pipiens
3.3.2. Effet du Bt. VectobacG.sur la durée de développement de Culiseta longiareolata
3.4. Longévité des stades de développement; après traitement des larves L4 de Culex pipienset Culiseatalongiareolata
3.5. Effet du Bt. vectobac G sur Le potentiel de reproduction de Culex pipiens et Culisetalongiareolata
3.5. 1. Effet du Bt. Vectobac G sur le potentiel de la reproduction de Culex pipiens; après traitement des L4
3.5.2. Effet du Bacillus sur le potentiel de la reproduction de Culisetalongiareolata; après traitement des L4
4. DISCUSSION
CONCLUSION GENERALE
REFERENCES