Etude du système de reproduction d’Anopheles gambiae s.l

Etude du système de reproduction d’Anopheles gambiae s.l

Les vecteurs du paludisme en Afrique 

Les vecteurs du paludisme sont des moustiques appartenant à la famille des Culicidae et à la sous famille des Anophelinae. Il existe environ 500 espèces d’anophèle décrites, mais seulement une soixantaine est impliquée dans la transmission du Plasmodium humain dans le monde (Harbach, 2004) dont une vingtaine en Afrique sub-saharienne (Fontenille et al., 2005). Trois espèces du complexe An. gambiae en l’occurrence An. gambiae, An. coluzzii et An. arabiensis et une espèce du groupe funestus, en l’occurrence An. funestus s.s. constituent les vecteurs majeurs du paludisme en Afrique (Mouchet et al., 1993 ; Fontenille & Simard, 2004 ; Coetzee et al., 2013). An. funestus s.s. a une très large diffusion en Afrique, allant du Nord du Soudan au Transvaal et des côtes atlantique et indienne d’Ouest en Est. An. funestus colonise des gîtes permanents ou semi-permanents avec une végétation émergente dressée ou flottante. Ceci offre à ses populations une dynamique particulière surtout dans les régions où les gîtes dépendent des eaux de pluies. En effet, en zone de savane, sa densité commence à s’accroître en milieu de saison des pluies et atteint un pic vers la fin de la saison des pluies et en début de la saison sèche (Gillies & De Meillon, 1968 ; Dabiré et al., 2007). Il prolonge ainsi l’action des espèces du complexe An. gambiae dans la transmission du paludisme après la saison des pluies (Cavalié & Mouchet, 1961). Trois autres vecteurs assurent souvent, dans une moindre mesure, la transmission du paludisme ; il s’agit d’An. nili en Afrique de l’Ouest et du centre, An. moucheti dans les zones de forêt d’Afrique Centrale et An. pharoensis dans les zones sèches d’Afrique orientale et d’Afrique de l’Ouest (Fontenille et al., 2005). An. nili est une espèce d’eau courante bien oxygénée liée aux cours d’eau permanents ou subpermanents. Ses larves se tiennent à l’ombre, dans la végétation aquatique et les débris flottants. Cette espèce est rencontrée aussi bien en zone de forêt qu’en zone de savane (Hamon & Mouchet, 1961). Elle peut être localement un vecteur dominant (Carnevaleet al., 1992). Les adultes piquent préférentiellement l’homme et leur endophilie très variable semble être réduite dans les savanes soudaniennes (Hamon & Mouchet, 1961). An. pharoensis dont les gîtes larvaires préférentiels sont des vastes marais à végétation dense et des rizières est localement abondant dans de nombreuses régions d’Afrique. Les larves supportent une légère salinité (Hamon et al., 1956 ; Hamon & Coz, 1966). Les adultes piquent l’homme à l’intérieur et à l’extérieur des habitations humaines. Le maximum d’activité intervient dès le crépuscule et se prolonge pendant la première moitié de la nuit. An. moucheti est vecteur du paludisme 11 dans le bloc forestier centrafricain. Ce dernier a tendance à se réduire en superficie mais An. moucheti persiste dans les galeries forestières quelquefois assez éloignées de la forêt. Ses gîtes larvaires se situent dans les rivières de toutes tailles à cours lent et encombrées par la végétation flottante. Les femelles adultes de cette espèce sont très anthropophiles et très endophiles (Mouchet & Gariou, 1957). L’importance d’An. pharoensis comme vecteur du paludisme reste toujours négligeable en Afrique tropicale par rapport à An. gambiae s.l. et An. funestus (Hamon & Mouchet, 1961 ; Gillies & De Meillon, 1968).

 Le complexe An. gambiae 

 La cytogénétique et les formes chromosomiques d’An. gambiae s.s.

 Le génome d’An. gambiae s.l. est organisé en trois chromosomes : deux autosomes submétacentriques et un chromosome sexuel X/Y, avec des mâles hétérogames. Les autosomes sont divisés en deux bras par le centromère. Le plus long bras est défini par convention comme le bras droit et le plus court est dit gauche. Examinés au microscope à contraste de phase, les chromosomes polythènes montrent une succession de bandes claires et sombres qui servent de marques pour la détermination des caryotypes (Coluzzi, 1966 ; Coluzzi & Sabatini, 1967 ; 1968 ; 1969). Une série d’études sur le polymorphisme chromosomique au sein du complexe An. gambiae a montré une distribution non aléatoire des inversions chromosomiques paracentriques plus fréquentes sur le chromosome 2R chez les populations d’An. gambiae s.l. (Coluzzi et al., 1979 ; 2002). Il est connu que les inversions chromosomiques représentent des complexes de gènes coadaptés qui pourraient permettre aux individus qui les portent d’occuper différentes niches écologiques. La distribution non aléatoire de ces inversions le long des chromosomes (Pombi et al., 2008) et la distribution géographique de la fréquence des inversions suggèrent que certaines inversions sont maintenues par la sélection et permettent aux différentes populations du complexe An. gambiae de survivre et d’exploiter une très grande variété d’habitats (Touré et al., 1998 ; Coluzzi et al., 2002 ; Lee et al., 2013b). Un des exemples les plus illustres est la forte association des inversions chromosomiques 2La et 2Rb à l’aridité dont les fréquences sont plus élevées en zones arides comparées aux zones humides. Ces fréquences restent également plus élevées pendant la saison sèche dans des sites caractérisés par un contraste de saisons sèche et pluvieuse distinctes (Touré et al., 1998 ; Lee et al., 2013b ; Cheng et al., 2012). Ces études chromosomiques ont permis de définir, sur la base de compatibilité reproductrice entre 12 populations avec des inversions fixes et distinctes, les différentes espèces du complexe An. gambiae (Coluzzi, 1966 ; Coluzzi & Sabatini, 1967 ; 1968 ; 1969 ; Davidson & Hunt, 1973). Par exemple, l’inversion chromosomique Xag a été utilisée comme un marqueur diagnostic pour distinguer An. gambiae s.s. des autres espèces jumelles du complexe. Au sein d’An. gambiae s.s. cinq formes chromosomiques ont été définies sur la base de la configuration de cinq inversions chromosomiques paracentriques observées sur le chromosome 2R et une inversion sur le chromosome 2L. Ces formes chromosomiques ont été décrites et nomées avec une nomenclature non linnéenne : « Mopti », « Savanna », « Bamako », « Bissau » et « Forêt » en fonction des régions géographiques où elles ont été collectées la première fois et selon qu’elles soient associées à un type d’habitat particulier (Coluzzi et al., 1979 ; 1985 ; Bryan et al., 1982 ; Coluzzi, 1984). La forme « Savanna » a la plus vaste aire de distribution en Afrique sub-saharienne. La forme « Mopti » prédomine dans les habitats des zones arides de l’Afrique de l’Ouest. Elle est présente au Mali, en Guinée, en côte d’Ivoire et au Burkina Faso. Du fait qu’elle est associée à des plaines humides et des zones irriguées, la forme « Mopti » se reproduit d’une façon continue même pendant la saison sèche. La forme « Forêt » est présente dans les habitats en zones humides d’Afrique. La forme « Bamako » est rencontrée au Mali et dans la partie Nord de la Guinée dans les habitats de la haute vallée du fleuve Niger. La forme « Bissau » est restreinte en Afrique de l’Ouest et elle est endémique en Gambie (Black & Lanzaro, 2001 ; della Torre et al., 2002). Trois de ces formes chromosomiques en l’occurrence « Bamako », « Savanna » et « Mopti » coexistent dans le temps et dans l’espace au sein des populations d’An. gambiae s.s. du Mali (Coluzzi et al., 1985 ; Touré et al., 1998). Bien que des croisements expérimentaux aient révélé une compatibilité génétique entre ces trois formes cytogénétiques, les données chromosomiques sur des populations naturelles supportent une différenciation génétique entre elles, suggérant l’existence des mécanismes d’isolement reproductif précopulatoires intrinsèques (Touré et al., 1994 ; 1998). Des études de terrain ont montré une faible fréquence des hybrides Mopti/Savanna ou Bamako/Savanna et un isolement reproductif complet entre les formes « Bamako » et « Mopti » (Touré et al., 1983). Cependant, aucun isolement reproductif postzygotique n’a été trouvé entre « Bamako » et « Savanna » dans les conditions de laboratoire (Di Deco et al., 1980). Lanzaro et al. (1998) ont conduit une étude basée sur la distribution de 21 loci microsatellites sur le génome, examinant ainsi la différentiation génétique entre les formes chromosomiques « Bamako » et « Mopti » au Mali. Cette étude a, à priori révélé une 13 forte différentiation génétique entre An. gambiae s.s. et An. arabiensis utilisés comme des témoins positifs. Au sein d’An. gambiae s.s., différentes structures génétiques dépendant de la position génomique des microsatellites ont été observées. Le flux de gènes était élevé pour quelques régions du génome tout en restant à des niveaux relativement faibles pour d’autres. Ce modèle de divergence, avec une distribution non aléatoire des gènes sur le génome a été décrit plus tard comme une « architecture en mosaïque du génome » dans l’étude réalisée par Wang-Sattler et al. (2007). Ce concept a été validé plus tard par des analyses basées sur une forte résolution du génome entier conduisant à la reconnaissance des « îles de spéciation » sur le génome d’An. gambiae s.s. (Turner et al., 2005 ; White et al., 2010). Globalement, l’utilisation du concept des formes chromosomiques pour définir des populations génétiquement discrètes pose un problème, car les inversions qui les définissent sont chevauchantes par endroit. Ce qui a créé une certaine ambiguïté dans l’assignation des individus à des formes, réduisant ainsi l’utilité du concept de forme chromosomique à définir des limites entre populations. Il a été démontré par la suite que l’isolement reproductif entre certaines formes était indépendant des inversions chromosomiques (Touré et al., 1998 ; della Torre et al., 2002 ; Lehmann et al., 2003) ; d’où l’intérêt de rechercher d’autres marqueurs de différentiation avec des analyses moléculaires (Favia et al., 1997). 

Les formes moléculaires d’An. gambiae s.s.

 La disponibilité des outils moléculaires au cours des 15 dernières années a permis de réaliser des avancées notables sur la problématique de la différentiation génétique au sein d’An. gambiae s.l. Les différences génétiques à l’extérieur des réarrangements du chromosome 2 ont été trouvées dans des séquences non codantes de l’ADN ribosomal (ADNr). Une PCR diagnostic a été mise au point pour différencier la forme chromosomique « Mopti » des formes chromosomiques « Savanna » et « Bamako » basée sur une substitution d’une paire de bases à la 540eme position nucléotidique sur la région 28S de l’ADNr. Les individus de la forme « Mopti » sont caractérisés par un génotype C/C et ceux des formes « Bamako » et « Savanna » par un génotype T/T (Genebank, numéro d’accès AF470112-6) (Favia et al., 1997). Provisoirement les individus porteurs du génotype C/C ont été regroupés sous l’appellation « forme moléculaire M » et ceux qui portent le génotype T/T « forme moléculaire S ». La forme moléculaire M et la forme chromosomique « Mopti » correspondent parfaitement au Mali et au Burkina Faso. Les formes chromosomiques 14 « Bamako » et « Savanna » ne pouvant pas être distinguées l’une de l’autre appartiennent à la forme moléculaire S. Cependant, la correspondance entre les formes moléculaires et les formes chromosomiques est quasiment inexistante dans d’autres localités en Afrique. Par exemple dans la partie Ouest du Sénégal et de la Gambie, l’association entre la forme chromosomique « Savanna » et la forme moléculaire S n’est pas maintenue (della Torre et al., 2005). La forme « Forêt » regroupe des individus des deux formes moléculaires M et S. Les marqueurs moléculaires permettant de mieux expliquer les entités reproductives distinctes au sein d’An. gambiae s.s., le concept des formes chromosomiques est ajourd’hui de moins en moins utilisé que celui des formes moléculaires pour l’identification des sous-populations discrètes d’An. gambiae s.s. Les formes moléculaires M et S vivent en sympatrie dans de nombreux sites en Afrique de l’Ouest et du Centre où des niveaux très élevés d’isolement reproductif ont été typiquement observés entre les deux formes (della Torre et al., 2005). Des barrières reproductives précopulatoires existent entre M et S (Diabaté et al., 2009 ; Pennetier et al., 2010 ; Dabiré et al., 2013 ; Sawadogo et al., 2013a ; 2014). Tout récemment, Reidenbach et al. (2012) analysant près de 400000 SNPs à travers les génomes des paires d’échantillons de populations de formes M et S du Mali, du Burkina Faso et du Cameroun, ont démontré que les deux taxa ont co-évolué d’une façon indépendante. Cette évidence qui relève de la génomique des populations montre que M et S sont des groupes taxonomiques exclusifs (De Queiroz, 2007) dans leur aire de distribution géographique. Ce qui justifie en partie le choix de Coetzee et al., (2013) d’élever les formes moléculaires M et S au rang d’espèces. En accord avec le code de la nomenclature zoologique, la forme moléculaire M est nommée An. coluzzii en l’honneur du Professeur Mario COLUZZI qui a consacré une majeure partie de sa vie à l’étude de ce complexe en Afrique de l’Ouest. La forme moléculaire S retient le nom typique d’An. gambiae. Une autre division d’An. coluzzii est possible tel qu’il a été souligné au Cameroun et au Mali où des différences de la structuration génétique des populations de la forme moléculaire M ont été rapportées (Wondji et al., 2002 ; Simard et al., 2009 ; Lee et al., 2009 ; Costantini et al., 2009 ; Slotman et al., 2007). En outre, une sous-population cryptique d’An. gambiae s.s. dont les individus ne correspondent ni à la forme moléculaire M ni à la forme S a été décrite dans une étude réalisée au Burkina Faso et requiert aussi d’autres investigations taxonomiques (Riehle et al., 2011). 

 Isolement reproductif avec flux de gènes entre An. coluzzii et An. gambiae 

An. coluzzii et An. gambiae, deux espèces du complexe An. gambiae sont en cours de spéciation et peuvent être un modèle idéal pour étudier l’architecture génomique de l’isolement reproductif précopulatoire indépendant des processus de spéciation postcopulatoires (Aboagye-Antwi et al., 2015). Les deux espèces jumelles s’hybrident librement en laboratoire et leur descendance est viable et fertile (Tripet et al., 2005 ; Diabaté et al., 2007). En l’absence de barrières d’isolement reproductif post-zygotique intrinsèque, leurs traits génétiques spécifiques sont supposés se maintenir du fait des effets combinés d’un accouplement positivement assorti (Tripet et al., 2001 ; Dabiré et al., 2013) et d’une baisse discrète de la fitness des hybrides (White et al., 2010). Ces résultats sont supportés par des études de génomique des populations basées d’abord, sur des marqueurs microsatellites (Lanzaro et al., 1998 ; Lehmann et al., 2003) et ensuite sur des SNPs (Turner et al., 2005 ; White et al., 2010). Ainsi est décrit un modèle de différenciation génétique selon lequel la divergence entre les génomes d’An. coluzzii et An. gambiae est restreinte à trois régions discrètes des chromosomes X, 2L, 3L et à une autre région plus petite du chromosome 2R. Au total les régions divergentes couvrent moins de 2,8Mb correspondant environ à 1% du génome dont la plus grande partie est homogène du fait d’un flux de gènes qui n’affecte pas ces régions protégées de la recombinaison (Turner et al., 2005). Des études plus poussées ont révélé (Turner et al., 2005 ; White et al., 2010), l’existence de trois régions génétiquement différenciées localisées près des centromères des chromosomes X, 2L et 3L appelées « îles de spéciation » (Turner et al., 2010). Aujourd’hui ces trois régions sont les seules détectées (Marsden et al., 2011 ; Weetman et al., 2012 ; Reidenbach et al., 2012 ; Lee et al., 2013a ; Norris et al., 2015) et supposées contenir des gènes ou des complexes de gènes de spéciation protégés du flux de gènes par une suppression de la recombinaison (Turner et al., 2005 ; White et al., 2010). D’autres études suggèrent que la spéciation sympatrique des deux espèces impliquerait la divergence de ces régions même dans les zones d’hybridation de la côte ouest africaine (Caputo et al., 2008 ; Oliveira et al., 2008 ; Marsden et al., 2011). Le développement des tests de divergence par le biais des SNPs localisés dans les trois « îles de spéciation » (Lee et al., 2014) a suscité de nouvelles études très récemment. Ainsi, des études basées sur les SNPs divergents des « îles de spéciation » ont montré des niveaux variés d’hybridation et d’introgressions génétiques au sein des populations sympatriques des deux espèces (Lee et al., 2013a ; Norris et al., 2015). Ces études ont rapporté aussi que le cas d’introgression le plus 16 extrême s’est effectué très récemment au Mali et au Burkina Faso avec une introgression adaptative de l’ile de spéciation du chromosome 2L contenant les loci de la résistance aux pesticides du génome d’An. gambiae vers le génome d’An. coluzzii (Weetman et al., 2012 ; Clarkson et al., 2014 ; Norris et al., 2015).