Étude des mécanismes physiologiques et moléculaires de la filamentation chez S. natans

La croissance sous forme de filaments est rencontrée chez de nombreux microorganismes tels que les bactéries, les levures ou encore les champignons. Jusqu’à présent, les études concernant ces microorganismes filamenteux, et notamment les bactéries des boues activées, portaient essentiellement sur leur identification, leurs caractéristiques morphologiques, leur impact, positif ou négatif, sur le traitement des eaux usées en boues activées ou bien encore les facteurs induisant leur prolifération. Concernant les bactéries filamenteuses, les microbiologistes ont longtemps cru qu’elles n’existaient que sous la forme de filament. Durant les vingt dernières années, les progrès en matières d’observation microscopique et d’identification, avec notamment l’émergence des techniques de biologie moléculaire, ont permis de mettre en évidence qu’un grand nombre de ces bactéries peuvent également exister à l’état unicellulaire en fonction de certains paramètres environnementaux. C’est le cas de Microthrix parvicella (Foot et al., 1992), Eikelboom type 021N (Foot et al., 1992), type 0092 (Buali & Horan, 1989), types 1863 et 0803 (Seviour et al., 1994). Des expériences sur des cultures pures de bactéries filamenteuses de collection (Gaval, 2001a) mais aussi issues de boues activées (Ramothokang et al., 2006b) ont montré que le passage d’une forme de croissance à l’autre était possible en faisant varier les conditions de culture. Il est maintenant clairement établi que la croissance filamenteuse est une forme d’adaptation des microorganismes face à un environnement hostile (Hahn et al., 1999), une situation de stress (Radcliffe et al., 1997; Mattick et al., 2000), une faible concentration en substrat ou d’un important déséquilibre du ratio C/N (Chudoba et al., 1973; Gagiano et al., 2002), un déficit en oxygène (Gaval, 2001a; Gaval & Pernelle, 2003), ou encore une température élevée (Rossetti et al., 2002). Cette forme de croissance particulière permet une coopération des cellules leur assurant un avantage compétitif. Les filaments offrent également la possibilité aux bactéries d’aller chercher les éléments essentiels à leur croissance plus loin dans le milieu, et notamment en dehors du floc. Les grandes questions qui ont guidé ces travaux ont été de savoir comment se déroule la formation des filaments à partir d’une population de cellules individuelles et quels sont les mécanismes physiologiques et moléculaires mis en œuvre lors de l’orientation vers ce mode de croissance particulier.

Durant la période de la thèse, un seul échantillon de boues activées présentant un foisonnement filamenteux dû à la bactérie Sphaerotilus natans a pu nous être fourni, en provenance de la station de traitement des eaux usées d’une industrie agroalimentaire. Il s’agit d’un site d’embouteillage de sirops et jus de fruits. L’effluent présente donc un déséquilibre C/N très important, avec une forte concentration en sucre. La bactérie a, en premier lieu, été identifiée par une mise en évidence des caractéristiques morphologiques spécifiques de S. natans : filaments longs, rigides et faussement ramifiés, constitués de cellules allongées en bâtonnet d’environ 4 à 5 µm de longueur. Une coloration a également permis de déterminer que ces filaments étaient composés de bactéries Gram- négatives. secondes. Une goutte de cette suspension est ensuite déposée sur une lamelle en verre préalablement lavée à l’éthanol. Cette lamelle est ensuite montée sur le microscope Zeiss Axiovert 200M décrit dans le chapitre précédent, équipé d’une station de micromanipulation. Les microcapillaires utilisés pour aspirer les microorganismes sont de type CustomTips Type II® (cf. Figure 42 A). Différents types de capillaires ont été testés, mais il s’avère que ce sont les plus adaptés pour l’isolement de bactéries. Ils sont d’ordinaire destinés à la contention de cellules en suspension (ovocytes ou blastocytes). Ces capillaires, représentés dans la figure 43, ont un diamètre intérieur de 5 µm et un diamètre extérieur de 10 µm. Dans notre cas ils sont droits et ne présentent pas de coude (angle D=0). Ces microcapillaires sont montés sur un porte-capillaire, lui-même relié à un microinjecteur (cf. Figure 42 B).