Étude des mécanismes de contamination des mollusques bivalves

La prolifération massive de phytoplancton en milieu marin, saumâtre ou dulçaquicole est un phénomène naturel dont la première description remonte à l‘Antiquité (Hallegraeff, 1993). En effet, dans certaines conditions environnementales (température, salinité, richesse en nutriments, stabilité de la colonne d‘eau, luminosité, etc.) et selon un processus biologique naturel, des micro-organismes photosynthétiques ont, pour certains, la capacité de se développer en très grand nombre, jusqu‘à plusieurs millions de cellules par litre d‘eau (Hallegraeff, 1993).

Les micro-algues sont préférentiellement consommées par des organismes filtreurs et notamment des mollusques bivalves. Certaines d‘entre elles sont capables de synthétiser des métabolites secondaires toxiques qui sont alors libérés et accumulés chez ces consommateurs primaires. Ces derniers vont eux-mêmes servir de proies à un consommateur secondaire et ainsi de suite, permettant aux métabolites de s‘accumuler dans les différents maillons de la chaîne alimentaire (Jiang et al. 2006 ; 2007). Du fait de cette bioaccumulation, des mollusques bivalves ou des poissons phytophages peuvent se révéler toxiques en cas de consommation par l‘homme.

Les mollusques bivalves, consommateurs primaires, sont des vecteurs importants dans la transmission des toxines aux autres maillons de la chaîne alimentaire, dont l‘homme (Choi et al., 2006 ; Kvitek et al. 2008). Par mesure de précaution, des seuils sanitaires spécifiques à chaque toxine ont été mis en place par les organismes nationaux et internationaux en charge d‘assurer la sécurité alimentaire (directive européenne 91/492/EEC). Lorsque ces seuils sont atteints ou dépassés dans la chair des mollusques, les zones conchylicoles concernées sont fermées avec interdiction de vente des mollusques. Ceci peut entraîner, à terme, des pertes économiques et une méfiance du consommateur vis-à-vis des producteurs et de la grande distribution (Bricelj & Shumway 1998, Lassus et al., 2005).

En marge des épisodes de toxicité attribués aux phycotoxines connues, on observe, depuis quelques années, une expansion mondiale de la contamination des mollusques bivalves par des toxines émergentes non réglementées. En général, la toxicité de ces composés est révélée chez l‘animal mais pas chez l‘homme, même si l‘agent chimique responsable a pu être mis en évidence par des analyses chimiques de la chair des mollusques contaminés.

Face à une alerte sanitaire liée à la manifestation de ce type de contamination des mollusques bivalves, il est important d‘étudier et de préciser la relation entre la présence de ces phycotoxines et la réponse des bioessais utilisés pour les contrôles officiels d‘une part et d‘étudier leurs impacts sur la physiologie des mollusques bivalves concernés d‘autre part.

Le golfe de Gabès  est situé sur la façade sud-est de la Tunisie, il renferme les îles de Kerkennah, Kneiss et Djerba et les lagunes de Boughrara et d‘El Biben. Il occupe le tiers des côtes du pays et représente le centre du trafic maritime avec la plus importante infrastructure portuaire de Tunisie (Dammak-Zouari et al., 2009). L‘écosystème du Golfe de Gabès est caractérisé par l‘abondance en zone côtière des herbiers à posidonies qui abritent de nombreuses espèces de poissons (Ben Mustapha et al., 1999). En terme de ressources pêchées, le Golfe de Gabès représente plus de 60% des ressources ichtyologiques tunisiennes. En outre, il y a une production locale de palourdes qui est considérée comme la plus élevée à l‘échelle de la Tunisie. Cependant, le Golfe de Gabès est aussi caractérisé par une surexploitation des ressources démersales, qui est à l‘origine de la dégradation des écosystèmes benthiques. Enfin, il est soumis à une pression constante de la pollution industrielle (Turki et al., 2006). Depuis les années 70, l‘implantation d‘industries de transformation de phosphate a contribué à la fragilisation de l‘écosystème du Golfe (Baouendi et al., 2005). De même, une importante régression de la biodiversité des peuplements phytobenthiques y a été constatée (Shili et Ben Maiz, 2006).

Dans ce golfe la production de palourde Ruditapes decussatus a été estimée en 1995 à 1500 tonnes dont 1200 tonnes ont été exportées (Hamza, 2003). Cette production fait vivre environ 6000 personnes (Dammak-Zouari et al., 2009) et constitue également une source de devises pour le pays qui représente 7 millions d‘euros par an (Hamza, 2003). Cependant, durant ces dernières années, la quantité de palourde destinée à l‘exportation a été limitée à 400-600 tonnes / an (DGPA, 2005-2009) suite à :

i) la présence dans l‘eau du Golfe du dinoflagellé toxique Karenia selliformis dont les proliférations sont devenues de plus en plus fréquentes et généralisées à plusieurs sites. Elles affectent en particulier la lagune de Boughrara et les côtes abritées (Hamza et El Abed, 1994 ; Turki et Hamza 2001 ; Hamza et al., 1999 ; Hamza, 2003 ; Hansen et al., 2004).

ii) la contamination des palourdes par ce dinoflagellé producteur de gymnodimine (Stirling et al., 2002). Au niveau international, aucun cas d‘intoxication n‘a été rapporté. Il n‘existe pour l‘instant aucun syndrome lié à la consommation par l‘homme de coquillages contaminés par les gymnodimines. La présence de la gymnodimine dans les coquillages de Nouvelle-Zélande n‘est pas réglementée et ne donne donc pas lieu dans ce pays au retrait et à la destruction des coquillages contaminés. En revanche en Europe, le principe de précaution est appliqué à tout composé toxique entraînant un test diarrhéique (DSP) positif après injection intra péritonéale sur souris. En Tunisie, les palourdes contaminées par la gymnodimine entrent dans cette catégorie, c‘est-à-dire que ce composé injecté i.p chez la souris entraîne une mortalité de type DSP mais en un temps plus court, d‘où le terme de ‗Fast Acting Toxin‘ (FAT). Lorsque l‘origine de la mortalité des souris n‘est pas identifiée les autorités sanitaires procèdent néanmoins à une interdiction de la commercialisation et de l‘exportation.

La production de l‘industrie aquacole française s‘élevait à 243 907 tonnes en 2004, ce qui la plaçait au deuxième rang européen (FAO, 2009). Cette production est dominée par les mollusques avec notamment 105 250 tonnes d‘huîtres creuses (Crassostrea gigas) et 74 100 tonnes de moules (Mytilus edulis). Le Bassin d’Arcachon   est situé dans le sud ouest de la France, sur la côte Aquitaine. Sa production moyenne annuelle en huître tourne autour de 10 000 à 13 000 tonnes, soit 7% de la production nationale de coquillages (Deltreil, 2006). Rappelons que la production ostréicole française est la première en Europe, en terme de tonnage. De plus, le bassin d‘Arcachon est le plus grand centre européen de captage naturel de l‘huître creuse (Deltreil, 2006). Chaque année plus de 3 milliards de jeunes huîtres creuses (60 à 70 % des jeunes huîtres de bassin) sont expédiées dans les parcs ostréicoles de Bretagne, de Normandie, des Charentes, de Méditerranée, d‘Espagne et d‘Irlande.

En mai 2005, le bassin d‘Arcachon a connu un épisode dramatique sur le plan de la production ostréicole. La commercialisation des huîtres avait été suspendue pendant plus de 5 semaines, suite à la présence de micro-algues toxiques et à la détection de phycotoxines au niveau des glandes digestives des coquillages (sur la base de bio-essais ‗souris‘ positifs pour les toxines lipophiles). Bien que le début de cet épisode ait pu être rattaché à la présence dans l’eau de microalgues du genre Dinophysis et à l‘accumulation d’acide okadaïque dans les hépatopancréas des huîtres, il n’en a pas été de même pour la fin de la période de contamination. Cette période fut en effet qualifiée d’épisode de « toxicité atypique » ou « toxicité d’origine inconnue », c‘est àdire, selon la définition officielle : « un épisode de contamination des coquillages, révélé à travers une réponse toxique chez la souris en injection intra-péritonéale (i.p), dont l’origine ne peut pas être expliquée par la présence de toxines connues habituellement recherchées » (Maurer et al., 2010). Bien que les spirolides soient déréglementées (pas de seuil de toxicité pouvant entraîner un effet sur l‘homme) la présence simultanée de spirolides et d‘autres toxines lipophiles réellement diarrhéiques (Acide okadaïque, Dinophysistoxines) mais à des concentrations inférieures au seuil sanitaire pouvait laisser craindre des effets de synergie. Sur la base de tests ‗souris‘ positifs ces interactions, si elles existaient, devaient être prises en compte. Cependant un travail réalisé récemment sur la base d‘un mélange de toxines (Acide okadaique, spirolides et pecténotoxines) injecté par voie i.p aux souris n‘a pas permis de conclure sur un effet de synergie entre ces toxines (Dubois et Amzil, 2009). Les résultats positifs du test souris ont conduit à plusieurs reprises les autorités sanitaires à interdire par arrêté préfectoral la commercialisation des coquillages du bassin d‘Arcachon.

Table des matières

INTRODUCTION GENERALE
Partie I. SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE
1. Les phycotoxines
1.1. Efflorescences de phytoplancton toxique
1.2. Classification des phycotoxines
1.3. Réglementation des phycotoxines et méthodes d‘analyse des toxines lipophiles
1.4. Les imines cycliques
2. Relation entre micro-algues toxiques et mollusques bivalves
2.1. Comportement alimentaire des mollusques bivalves face aux micro-algues toxiques
2.2. Digestion des particules alimentaires
2.3 Impact des micro-algues toxiques sur le système digestif des mollusques bivalves
2.4 Détoxification des mollusques bivalves
3. Cultures des micro-algues toxiques
3.1 Croissance cellulaire de K. selliformis et production des gymnodimines
3.2 Croissance cellulaire d‘A. ostenfeldii et production de spirolides
Partie II. RESULTATS & DISCUSSIONS
CHAPITRE I. Croissance et toxicité de Karenia selliformis
Résumé
Abstract
1. Introduction
2. Materials and Methods
3. Results
4. Discussion
CHAPITRE II. Etude de la détoxification de palourdes contaminées par les
gymnodimines
1. Introduction
2. Approche expérimentale
Résumé
Abstract
2.1. Introduction
2.2. Materials and methods
2.3. Results
2.4. Discussion
3. Approche naturelle
3.1 Introduction
3.2. Matériels et méthodes
3.3. Résultats
3.4. Discussion
4. Conclusion
CHAPITRE III. Croissance et toxicité d’Alexandrium ostenfeldii
Résumé
Abstract
1. Introduction
2. Materials and Methods
3. Results
4. Discussion
CHAPITRE IV. Etude expérimentale de la détoxification des huîtres
Résumé
Abstract
1. Introduction
2. Materials and Methods
3. Results
4. Discussion
CONCLUSION

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