Cours Gratuit
SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE
Généralités
Généralités sur le chou
Le chou pommé (Brassica oleracea var. capitata) est une plante potagère appartenant à la famille des Brassicacées préalablement appelée les crucifères. Originaire du Nord de l’Europe le chou est surtout commun à l’Afrique de l’Est et à l’Egypte (FAO, 2000 ; James et al., 2010). La jeune plante porte des feuilles simples qui alternent sur une courte tige verte ou colorée en mauve. Ses feuilles portent à leurs aisselles un bourgeon axillaire dont le développement est inhibé par le bourgeon terminal encore appelé cœur, à travers une dominance dite apicale ; cela est nécessaire à la formation d’une pomme qui sera obtenue par superposition des diverse feuilles autour de l’apex (Tropiculture, 2011). C’est une plante de saison froide fortement influencée par les conditions climatiques, notamment la température et l’humidité relative (Sakho, 2013). Cependant, il présente une grande capacité d’adaptation au climat. Son aire de prédilection reste les régions côtières à humidité atmosphérique élevée.
L’adulte
L’adulte est un papillon brunâtre de 7 à 8mm de longueur et d’une envergure de 12 à 16mm (SPVN). Lorsqu’il est posé sur une feuille, les ailes antérieures se joignent en forme de toit et se caractérisent par deux bandes de couleur brune et une bande jaune ondulée sur le dos. Les ailes postérieures sont beaucoup plus courtes. Lancéolées et aigues, elles sont de couleur gris foncée et portent de longues franges. La tête est rougeâtre et porte deux antennes composées de plusieurs petits segments dirigées vers l’avant (Douan, 2014). Chez le mâle, les ailes sont plus foncées que chez la femelle (Haougui et al., 2019).
L’œuf
L’œuf de P. xyllostella est de forme elliptique, de petite taille environ 500µm et aplati sur la face qui est en contact avec la feuille (Labou, 2016). Il est de couleur jaune pâle qui devient plus sombre à l’approche de l’éclosion (Sow, 2013). En milieu naturel, les œufs sont déposés majoritairement sur la face inferieures des feuilles par groupe de 150 à 300 œufs (pichon, 1999).
La durée de l’incubation dépend de la température (Balachowsky, 1966 ; Talekar & Shelton, 1993).
La chenille
Le développement des chenilles se fait en quatre stades larvaires (Robertson 1939 ; Talekar et Shelton, 1993). La vitesse de développement de ces quatre stades larvaires est fonction de la température (Talekar et Shelton, 1993).
Stade1 : Aussitôt après l’éclosion, la chenille reste mineuse. On obtient une larve néonatale de couleur claire et peu mobile. En ce moment, elle se trouve dans l’épiderme foliaire ou elle creuse une galerie allongée. Elle laisse apparaître dans les tissus mésophiles de la feuille des sortes de virgules blanches (Talekar et Shelton, 1993). Ce stade dure 3 à 4 jours (Birot, 1998).
Stade2 : Une capsule céphalique noire caractérise la chenille de stade2 (Talekar et Shelton, 1993). Elle mesure maintenant 2 à 3mm de long. La chenille quitte maintenant la galerie pour partir vivre à la face inférieure des feuilles de la plante. Ainsi elle se nourrit de l’épiderme des feuilles et laisse apparaître des plages translucides appelées « fenêtres » caractéristique de l’espèce (Chua & Lim, 1979). Au moindre danger, elle se suspend à un fil de soie ou recule par mouvements saccadés.
Stade3 : La chenille prend une couleur jaune-brun, à pilosité plus visible. La capsule céphalique est brun clair à brun foncé (Arvanitakis, 2013). Elle provoque de sévères dégâts sur les cultures.
Stade4 : A ce stade de développement, les chenilles présentent une couleur vert vif et mesurent jusqu’à 8mm de long. On note un dimorphisme sexuel. Les chenilles qui deviendront des mâles présentent une tache blanche sur leur 5ème segment abdominal. Cette tache révèle la présence de gonades et est visible par transparence (Liu et Tabashnik, 1997). A la fin de ce stade, la chenille tisse un cocon autour d’elle.
La nymphe
Elle mesure 5 à 7mm de long et est entourée du cocon tissé par la larve de dernier stade. Au début du stade, elle est de couleur vert pale puis elle devient brune à l’approche de la mue imaginale (Balachowsky, 1996 ; Talekar et Shelton, 1993). La nymphose se passe sur la feuille et dure entre 4 et 15 jours en fonction de la température (Talekar et Shelton, 1993).
Cycle de développement
Le cycle de développement de P. xylostella dépend de la température et dure une à deux semaines selon les conditions climatiques du milieu. La durée du cycle est plus courte en zone tempérée qu’en zone tropicale. A des températures de 25°, le cycle complet peut durer 16 jours dont 3 jours pour l’éclosion des œufs, 9 jours pour le développement des larves et 4 jours pour la nymphose (Pichon, 2004). En effet, la chaleur et l’humidité favorisent une croissance rapide de ce ravageur (Dommee, 1999). La durée de vie de ce Lépidoptère est fonction du sexe. Elle est en moyenne de 10.4 jours pour les mâles et de 12.1 jours pour les femelles (Patil & pokharkar, 1971).
Suivant les conditions climatiques de la zone, le nombre de générations de l’espèce varie au sein d’un même pays mais aussi d’un pays à l’autre (Balachowsky, 1966). En région tropicale, P. xylostella peut avoir 13 à 14 générations dans l’année (Chelliah & Sinivassan, 1986) alors qu’en région tempérée, le nombre de générations est limité entre 3 et 4 (Hardy, 1938).
Usages
Des études ont montré que le latex de l’écorce de cette plante contient des enzymes capables d’augmenter l’amplitude des contractions cardiaques favorisant donc une élévation de la pression artérielle. Cette espèce est aussi utilisée contre plusieurs affections comme la toux la carie dentaire, le rhumatisme etc. Dans la recherche d’alternatives, cette plante présente un intérêt sans faille. Les extraits aqueux issus de cette plante ont été utilisés dans la lutte contre les ravageurs de cultures. Ngom et al., 2019 ont montré l’effet positif de ces extraits aqueux sur les ravageurs de chou. La poudre de cette plante a été de même utilisée, par Thiaw et al., 2007 contre Caryondon serratus dans la protection des denrées stockées.
MATERIELS ET METHODES
Présentation de la zone d’étude
L’étude a été faite à la Commune de Malika dans la zone des Niayes. Cette dernière couvre la frange côtière et son arrière-pays qui s’étend de Dakar à Saint-Louis sur une longueur de 180 km, avec une largeur variant de 5 à 30 km. (Fall et al., 2001). Sur le plan administratif, elle couvre une partie des régions de Saint-Louis et de Louga, les départements de Tivaoune, Thiès et toute la région de Dakar (Ndiaye et al., 2012). Cette zone se distingue par son paysage particulier qui se caractérise par des formations dunaires et dépressions reposant sur une nappe peu profonde, avec une hydrographie jadis riche en lacs et points d’eau. Ainsi, elle constitue une zone agro-écologique d’une importance capitale dans l’économie du Sénégal. D’ailleurs, elle est la principale zone de cultures maraîchères du Sénégal (Ba, 2008). La typologie de ses sols varie considérablement du Nord au Sud.
Dispositif expérimental
La culture de chou a été réalisée en collaboration avec un maraîcher de la zone. Elle est disposée en blocs complets randomisés et équilibrés. Le dispositif fait sur une superficie de 55m² est constitué de trois blocs BI, BII et BIII. Chaque bloc est constitué de quatre parcelles élémentaires dénommées T0, T1, T2 et T3. Les différents blocs sont séparés par une distance de 1m ; cette même distance sépare les parcelles élémentaires de chaque bloc. Chaque parcelle élémentaire s’étend sur 1m de large et 2m de long. Elle porte trois lignes de sept plantes, soit un total de 21 plantes par parcelles. Les lignes sont séparées par une distance de 40cm. Un écartement de 30cm sépare les pieds de chaque ligne. Une marge de 10cm est laissée entre les pieds de l’extrémité et les ados de la parcelle. Pour chaque bloc, T0 représente la parcelle témoin, T1 représente la parcelle traité avec les extraits issus de C. procera, T2 représente la parcelle traité avec les extraits issus de C. religiosa et enfin T3 représente la parcelle traitée avec le mélange des deux produits. Pour l’identification des ravageurs, nous avons procédé à un échantillonnage des pieds dans chaque parcelle.
Ainsi dix pieds choisis au hasard ont été minutieusement Observés. Les espèces rencontrées ont été identifiées et dénombrées enfin de suivre leur évolution.
Préparation des extraits aqueux
Dans cette partie, des jeunes feuilles fraîches de C. religiosa et C. procera sont récoltées le jour (entre 7h et 8h). Les feuilles de C. religiosa ont été récoltées au niveau du jardin botanique de la Faculté des Sciences et Techniques et les feuilles de C. procera ont été récoltées sur la VDN.
Le même jour, ces feuilles ont été broyées à l’aide d’un mixeur et dosées à raison de 200g/l pour C. religiosa et 400g/l pour C. procera. Le choix de ces concentrations est justifié par des études antérieures portant sur les deux plantes. Le mélange est laissé macéré pendant 24h dans les contions ambiantes. Il est ensuite filtré à l’aide d’un tamis à mailles fines. Les filtrats obtenus.
Inventaire des ravageurs sur le chou
Pour inventorier les insectes ravageurs présents dans la culture du chou, des observations ont été effectuées la veille et le lendemain de chaque traitement phytosanitaire. Dix plantes prises au hasard dans chaque parcelle ont été minutieusement observées à la recherche d’insectes ravageurs sur les faces supérieures et inférieures des feuilles. Pour les différentes espèces rencontrées, nous avons procédé à un dénombrement du nombre de larves par parcelle.
Analyses statistiques
L’analyse statistique des données a été faite avec le logiciel R version 3.5.2. Tout d’abord, les données brutes étaient classées dans un tableur Microsoft Excel 2013. Les fichiers Excel enregistrés sous format csv, représentent nos bases de données. Un premier test appelé test de normalité est appliqué aux données. Les résultats obtenus (P-value > 0,05) ont montré que nos données suivent la loi normale. Ainsi, le test de student a été appliqué pour voir la différence du nombre de larve avant et après traitement des différents produits. Toutefois, cette différence est comparée au seuil de significativité (5%). Elle est considérée comme significative si la Pvalue est inférieure à 0,05.
RESULTATS ET DISCUSSION
Résultats
Dynamique des populations des ravageurs
La figure ci-dessous nous montre la fluctuation des populations de P. xylostella, S. littoralis et H. undalis en fonction des différents relevés effectués. Les résultats de l’analyse révèlent que seules les larves de P. xylostella ont colonisé le terrain dès les dix premiers jours de l’étude.
Les larves des autres espèces ne surviennent que dans les 15 jours suivants. Plutella xylostella montre deux pics d’apparitions. Le premier pic est observé lors du premier relevé (10jours après repiquage), alors que le deuxième coïncide avec le 4ème relevé (9 jours avant récoltes). Le pic de H. undalis est observé lors du deuxième relevé au moment où les larves de P. xylostella connaissent une chute. Les populations de S. littoralis quant à eux ne présente pas une variation remarquable au cours du temps.
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