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Description de l’agent pathogène (le Plasmodium)
Les Plasmodies sont des protozoaires de l’embranchement des Sporozoaires, de la classe des Coccidiae, de la sous-classe des Hematozoea, de l’ordre des Haemosporididae, de la famille des Plasmodiidae et du genre Plasmodium (Bouree, 1996). Il existe cinq espèces en pathologie humaine : Ce sont: P. malariae, P. vivax, P. falciparum, P. ovale et P. knowlesi.
Les cinq espèces de Plasmodium sont différemment reparties dans l’espace intertropicale. Mais P. falciparum, l’espèce la plus pathogène, puisque potentiellement mortelle, est la plus répandue et est prédominante en Afrique Sub-Saharienne (Gentilini, 1993).
Plasmodium falciparum : P. falciparum a été identifié par l’américain William H. Welch en 1897. Il est la plus dangereuse des espèces Plasmodiales et est responsable de la presque totalité de la mortalité palustre. Il est à l’origine de la fièvre tierce maligne. Sa coloration au May-Grunwald-Giemsa montre qu’il est constitué d’un cytoplasme bleu pâle entourant d’une vacuole nutritive claire et contenant un noyau rouge ou parfois deux noyaux rouges et du pigment brun doré ou noir (hématozoine). Son cycle exoérythrocytaire dure seulement 7 à 15 jours et il n’y a pas de reviviscence schizogonique ; la longévité du parasite ne dépasse habituellement pas deux mois, mais peut atteindre six mois ou même un an. P. falciparum parasite toutes les hématies, quel qu’en soit l’âge de telle sorte que plus de 10% des globules rouges peuvent être parasités.
Plasmodium vivax : Découvert en 1890 par Grassi et Felleti, P. vivax menace près de 40% de la population mondiale, ce qui entraîne 132-391 millions d’infections cliniques chaque année. La plupart de ces cas proviennent de l’Asie du Sud-Est et du Pacifique occidental, même si un nombre important se produit également en Afrique et en Amérique du Sud (Price et al., 2007). Il est responsable d’une fièvre tierce bénigne. Des études récentes montrent cependant que ce parasite peut provoquer une anémie sévère, une détresse respiratoire ainsi que des cas de neuropaludisme. De plus, l’infection peut donner lieu à des rechutes (Picot and Bienvenu, 2009). Sa coloration au Giemsa montre des trophozoïtes jeunes qui ont un cytoplasme en forme d’anneau bleu clair avec un noyau en général unique, rouge et plus gros que chez P. falciparum. Le noyau des trophozoïtes est fragmenté et le cytoplasme a un contour irrégulier d’où la forme amiboïde. Un pigment verdâtre apparait dans tout le cytoplasme du parasite.
Les schizontes ont une forme ovale ou arrondie avec un noyau renfermant de grosses masses rouges de chromatine irrégulièrement répartie. Les hématies parasitées présentent parfois une fine ponctuation rouge vif très caractéristique, les granulations de Schüffner (frottis mince).
Plasmodium ovale : Il a été découvert en 1922 par Stephens dans le sang d’un patient en Afrique de l’Est des érythrocytes qui étaient ovales et avec des bords frangés (Collins et al., 2005). P. ovale en Afrique intertropicale du Centre et de l’Ouest (et dans certaines régions du Pacifique) et provoque une fièvre tierce bénigne, comme P. vivax dont il est très proche. Son incubation est de 15 jours au minimum mais peut-être beaucoup plus longue, jusqu’à 4 ans. Son évolution est bénigne mais on peut observer, comme avec P. vivax, des rechutes tardives (5 ans). Schématiquement on dit que P. ovale remplace P. vivax là où cette dernière espèce n’existe pas. Sa coloration au Giemsa montre, des trophozoïtes jeunes qui ont un anneau petit mais large, bleu foncé avec un gros noyau rouge (plus gros que chez P. malariae). Le cytoplasme est élargi et la pigmentation est très dense et rosâtre chez les trophozoïtes adultes. On observe une apparition rapide de grosses granulations orangées (granulations de Schüffner). Les gamétocytes sont arrondis et pâles et leur noyau est excentré et gros.
Plasmodium malariae : IL a été découvert en 1880 par le français Alphonse Laveran. Il sévit en Afrique de manière, beaucoup plus sporadique. P. malariae se différencie des autres espèces par une incubation plus longue (15 à 20 jours), par une périodicité différente de la fièvre (cycle érythrocytaire de 72 heures responsable d’une fièvre quarte) et surtout par sa capacité à entrainer des reviviscences très tardives (jusqu’à 20ans après le retour de la zone d’endémie). L’infection est bénigne mais P. malariae peut parfois entrainer des complications rénales. Avec la coloration au Giemsa, les trophozoïtes jeunes sont en anneaux et ne sont pas différents, à ce stade, des formes correspondantes de P. vivax mais les parasites ne tardent pas à s’allonger et à s’étendre en bandelettes transversales, caractéristiques de cette espèce. On observe un anneau bleu foncé et épais. Le pigment d’hémozoïne (jaunâtre) apparait très tôt et est mieux visible que chez les autres Plasmodies. Les gamétocytes ressemblent à ceux de P. vivax mais sont plus petits et plus pigmentés.
Plasmodium knowlesi : La première personne à voir. P knowlesi était probablement l’Italien Giuseppe Franchiti en 1927. P. knwolesi est la cinquième espèce des Plasmodiis et est responsable du paludisme du singe, il a été retrouvé chez l’homme et est responsable de la fièvre quarte à Bornéo (Asie du Sud-est). Cette infection, attribuée à P. malariae ; est due en fait à P. knowlesi et son évolution est potentiellement grave : elle doit être traitée comme P. falciparum (Figtree et al., 2010).
Phase asexuée chez l’homme
Cycle exo-érythrocytaire : La schizogonie commence chez l’homme par l’injection sous-cutanée, lors du repas sanguin du moustique, de sporozoïtes contenus dans sa salive. Même si l’on peut dénombrer un grand nombre de sporozoïtes dans les glandes salivaires, seul un petit nombre semble être inoculé.
Le destin des sporozoïtes dépend ensuite de leur capacité à migrer sur des distances de plusieurs micromètres en quelques minutes. Les parasites entrent alors dans la circulation sanguine et voyagent rapidement vers le foie (Frevert, 2004). De récentes études sur des modèles murins tendent à montrer que la majorité des sporozoïtes injectés reste au niveau du derme plus longtemps et rejoint, via le drainage lymphatique, des nœuds lymphatiques où ils stationnent quelques heures (Yamauchi et al., 2007). Les sporozoïtes migrent alors vers le foie, puis pénètrent alors dans les hépatocytes. Une fois en contact avec les hépatocytes, le sporozoïte envahit rapidement une cellule mais ne semble pas se développer dans cette première cellule. Le sporozoïte serait capable d’émigrer à travers plusieurs hépatocytes avant de finalement commencer son développement dans un nouvel hépatocyte (Mota et al., 2001).
Au début de la cascade de différenciation, le sporozoïte nouvellement entré dans l’hépatocyte est situé à l’intérieur d’une membrane parasitophore près du noyau de la cellule et ses organelles caractéristiques sont désassemblées sous 24 heures afin de former le trophozoïte hépatique. Cette forme est uninucléée. Lors de l’infection par P. ovale et P. vivax, une partie des trophozoïtes hépatiques reste sous forme quiescente uninucléée dans les hépatocytes. Cette forme, appelée hypnozoïte pourrait être à l’origine des rechutes observées lors d’infections par ces deux Plasmodies (Frevert, 2004). Le parasite commence ensuite une division cellulaire qui conduit, après six à sept jours, à la production d’un schizonte hépatique dépassant la taille originelle de l’hépatocyte et composée milliers de mérozoïtes, forme infectieuse pour les érythrocytes. Après rupture de la membrane parasitophore du schizonte et de la membrane plasmique de l’hépatocyte, les mérozoïtes sont libérés dans la circulation sanguine, où ils débutent le cycle érythrocytaire. Cycle érythrocytaire : Seule cette phase sanguine est responsable des symptômes qui peuvent être d’intensité variable. Les mérozoïtes libérés lors de la rupture de l’hépatocyte vont débuter le cycle sanguin asexué de prolifération de Plasmodium en infectant les érythrocytes. Le mérozoïte pénètre dans l’érythrocyte grâce à un processus parasitaire actif et se différencie en trophozoïte, stade à partir duquel une intense phase réplicative commence. Il donne alors naissance au schizonte, celui-ci après segmentation montre une forme caractéristique de rosace, puis libère 8 à 32 mérozoïtes qui rapidement réinfectent des érythrocytes sains, ce qui est à l’origine de la fièvre palustre caractérisant le paroxysme de l’accès. Chaque cycle schizogonique (ou endoérythrocytaire) dure 48 heures (fièvre tierce) pour P falciparum, P. vivax et P. ovale ou 72 heures (fièvre quarte) pour P. malariae. Seule cette phase sanguine est responsable des manifestations cliniques observées au cours du paludisme. Après plusieurs schizogonies, un petit pourcentage de mérozoïtes ne se multiplient pas après invasion des érythrocytes, mais plutôt, se différencient dans les hématies parasitées en formes sexuées (gamétocytes). Certains mérozoïtes subissent une maturation accompagnée d’une différenciation sexuée et se transforment en gamétocytes mâle et femelle. A la suite d’une nouvelle piqûre lors de son repas sanguin, les gamétocytes mâles et femelles (au dimorphisme sexuel marqué) sont ingérés par l’anophèle pour un nouveau cycle (Rowe et al., 2009;Prudêncio et al., 2006).
Phase sexuée chez l’anophèle
La transmission de Plasmodium nécessite son développement chez le vecteur. De ce fait, le cycle sexué ou sporogonique où le parasite passe par plusieurs stades de développement successifs se déroule chez les femelles de certaines espèces d’anophèles. Lors d’un repas sanguin sur un individu infecté, l’anophèle femelle ingère les différents stades du parasite.
Les éléments asexués (mérozoïtes, trophozoïtes et schizontes) sont digérés dans l’estomac du moustique. Seuls les gamétocytes mâles (microgamétocytes) et gamétocytes femelles (macrogamétocytes) poursuivront leur développement. Ceux-ci parviennent dans l’estomac du moustique et se transforment en gamètes. Le gamète mâle subit un processus d’exflagellation à la suite duquel les gamètes femelles sont fécondés. Il en résulte un zygote appelé ookinète (Hirai et al., 2009). Environ 24 heures après la formation du zygote, l’ookinète mature mobile traverse d’abord la matrice péritrophique (ligne orange ovalaire au sein du moustique), puis l’épithélium stomacal avant de se différencier en oocystes. Cette phase diploïde est brève et s’achève par une division méiotique laquelle est suivie de plusieurs mitoses aboutissant au développement de sporoblastes, puis de sporozoïtes après une dizaine de jours. L’éclatement de l’oocyste libère ces éléments haploïdes (5000 à 10 000 sporozoïtes) mobiles dans l’hémolymphe et gagnent préférentiellement les glandes salivaires de l’anophèle par leurs propres moyens d’où ils pourront être à nouveau injectés avec la salive lors d’une nouvelle piqûre infestante. La durée du cycle sporogonique, le passage obligatoire pour la transmission du parasite d’un hôte à un autre, varie de 10 à 40 jours en fonction de la température extérieure et de l’espèce Plasmodiale (Picot et al., 2009; Pages et al., 2007). La représente le cycle de vie des Plasmodiums, présentant deux phases: une phase asexuée (avec la phase sanguine et la phase hépatique) et une phase sexuée.
Diagnostic biologique du paludisme
Il n’y a pas de signes cliniques spécifiques au paludisme comme c’est le cas dans beaucoup d’autres affections. Ainsi, il peut être confondu avec certaines infections telles que la méningite, l’hépatite virale, la fièvre typhoïde….
Seul le diagnostic biologique constitue la preuve du paludisme conduisant vers la recherche de l’agent causal qui est le Plasmodium. La sensibilité d’un diagnostic est définie comme «la probabilité que le test soit positif si la pathologie est présente». La spécificité d’un diagnostic est «la probabilité que le test soit négatif si la pathologie est absente». Le diagnostic du paludisme se fait avec les examens suivants : Les examens microscopiques : goutte épaisse (GE) et frottis mince (FM). Les tests de diagnostic rapide (TDRs).
Diagnostic microscopique
C’est un diagnostic de certitude qui repose sur la mise en évidence des formes érythrocytaires de Plasmodium grâce à l’observation microscopique d’un prélèvement de sang périphérique du patient. Il existe deux techniques différentes et complémentaires : le frottis mince et la goutte épaisse.
La goutte épaisse : Elle est la technique de référence (technique de concentration) de l’Organisation Mondiale de la Santé. Elle est largement utilisée pour le diagnostic de routine. La GE permet la découverte de parasites rares concentrés sur une petite surface par l’empilement des globules rouges, rendus transparents par déshémoglobinisation préalable à la fixation et à la coloration. Le seuil de détection est de 10 à 20 Plasmodiums/µL (Wéry, 1991 ; Infectiologie, 1995; Rogier et coll., 2009). La GE est plus sensible que le frottis, mais les hématies sont détruites et les parasites déformés rendant la reconnaissance de ces derniers plus difficile. Toutefois, elle permet de rattraper des frottis faussement négatifs (Wéry, 1991 ; Anglaret, 1994).
Le frottis mince (FM) : Il s’agit d’un étalement mince d’une goutte de sang sur une lame porte-objet. La coloration de Giemsa se fera dans les mêmes conditions que celles décrites pour la GE, mais elle sera consécutive à une fixation par le méthanol. Dans ce cas, les érythrocytes seront conservés avec les parasites (Wéry, 1991). Le frottis permet de mettre en évidence les hématozoaires intra-érythrocytaires. Cependant sa sensibilité est beaucoup plus faible que la GE qui permet de détecter de faible parasitémie (50 parasites/ µL).Une observation minutieuse de 20 à 40 minutes permet de détecter des parasitémies de l’ordre de 50-100 Plasmodiums/µl (Malvy et coll., 2000). Le frottis facilite le diagnostic d’espèces. Il permet également de mettre en évidence les différentes formes évolutives ; et notamment au cours du paludisme à P. falciparum, les schizontes ont une signification péjorative (Malvy et coll., 2000).
Les tests de diagnostic rapide (TDRs)
Plusieurs tests de ce type sont commercialisés. Ils reposent sur le principe de l’immunochromatographie en utilisant des bandelettes sensibilisées par des anticorps monoclonaux spécifiques détectant des antigènes Plasmodiaux (Colin, 2000). Ils sont réalisés avec une goutte de sang déposée sur une bandelette et ne nécessitent aucun appareillage. Trois types de protéines spécifiques de Plasmodium, HRP2 («Histidin Rich Protein 2»), le lactate déshydrogénase et l’aldolase, sont actuellement détectées par les tests de diagnostic rapide commercialisés. Détection de l’antigène Histidin Rich Protein 2 (PfHRP-2) : Cette glycoprotéine soluble dans l’eau, spécifique de l’espèce P. falciparum est produite par tous les stades érythrocytaires asexués du parasite et peut persister dans le sang périphérique plus de 15 jours après la disparition des parasites. Cette protéine présente trois isoformes HRP1, HRP2 et HRP3. HRP2 se situe dans la vacuole parasitophore ainsi que dans le cytoplasme du parasite et contribue à la détoxification de l’hème (Mouatcho and Goldring, 2013). Elle est retrouvée sous forme circulante dans le sang du patient après rupture des schizontes (Baker et al., 2010). HRP2 possède un seuil de détection d’approximativement 100 parasites/μL. Elle est donc la protéine permettant la détection la plus sensible de tout l’arsenal de tests de diagnostic rapide avec 95 % de sensibilité à P. falciparum (Abba et al., 2011; World Heath Organization et al., 2014). Cette sensibilité augmente avec la densité parasitaire (Abeku et al., 2008). Le test à PfHRP2 est donc présenté comme une alternative fiable à la microscopie en zone d’endémie à haute transmission et constitue le type de TDR le plus largement utilisé à l’heure actuelle pour P. falciparum. La persistance de l’antigénémie après guérison et la monospécificité vis-à-vis de P. falciparum constituent les inconvénients majeurs de ces tests.
Détection des lactates déshydrogénases parasitaires (LDH) : Le lactate déshydrogénase ou pLDH, est une enzyme retrouvée dans la voie de la glycolyse chez les stades sexués et asexués de Plasmodium. Le gène pldh présente à la fois un motif commun à toutes les espèces de Plasmodium, mais également des motifs spécifiques d’espèces. De ce fait, les TDR basés sur la pLDH peuvent détecter spécifiquement, selon les anticorps mis au point, P. falciparum (pf-pLDH), P. vivax (pv-pLDH) mais également de façon non spécifique (ou pan spécifique : pan-pLDH) le genre Plasmodium (Piper et al., 2011). Les LDH ont un seuil de détection identique à celui de l’HRP2, leur clairance est par contre plus rapide faisant qu’ils ne persistent pas dans le sang après disparition du Plasmodium, d’où leur intérêt dans la surveillance des patients traités (Siala et al., 2010). L’aldolase : L’aldolase est une enzyme glycolytique retrouvée dans de nombreux tissus de l’hôte humain, où l’on dénombre trois isoenzymes différentes. Les anticorps de détection de l’aldolase permettent de détecter spécifiquement P. falciparum et P. vivax mais aussi les deux espèces ensemble de façon pan-spécifique. L’antigène persiste moins de 10 jours dans le sang et pourrait donc potentiellement permettre le suivi thérapeutique de l’infection (Dzakah et al., 2013). Les TDR présentent de nombreux avantages. Ce sont des techniques de diagnostic très rapides, d’une part, le résultat pouvant être obtenu en 5 – 20 min maximum ; d’autre part, leur utilisation ne demande aucun investissement économique dans des équipements de laboratoire, ni d’électricité. Sa facilité d’utilisation et d’interprétation permet de former directement le personnel de santé en zone endémique. Les TDR du paludisme permettent la prise en charge rapide des patients fébriles, soit en posant un diagnostic définitif de paludisme (afin de pouvoir administrer un traitement antipaludéen à temps et de sauver des vies) si le résultat est positif, soit en contribuant à la mise en place rapide d’un diagnostic alternatif et d’une prise en charge de la fièvre si le résultat est négatif.
Table des matières
INTRODUCTION
CHAPITRE I : SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE
I.1. SITUATION DU PALUDISME DANS LE MONDE ET AU SENEGAL
I.2. DESCRIPTION DE L’AGENT PATHOGENE (LE PLASMODIUM)
I.2.1. Plasmodium falciparum
I.2.2. Plasmodium vivax
I.2.3. Plasmodium ovale
I.2.4. Plasmodium malariae
I.2.5. Plasmodium knowlesi
I.3. CYCLE DE DEVELOPPEMENT DU PLASMODIUM
I.3.1. Phase asexuée chez l’homme
I.3.1.1. Cycle exo-érythrocytaire
I.3.1.2.Cycle érythrocytaire
I.3.2. Phase sexuée chez l’anophèle
I.4. ASPECT CLINIQUE
I.4.1. Accès palustre simple
I.4.2. Accès palustre grave ou Neuropaludisme (paludisme cérébral)
I.4.3. Paludisme viscéral évolutif
I.5. DIAGNOSTIC BIOLOGIQUE DU PALUDISME
I.5.1. Diagnostic microscopique
I.5.2. Les tests de diagnostic rapide (TDRs)
CHAPITRE II : MATERIEL ET METHODES D’ETUDE
II.1. MATERIEL
II.1.1. Matériel et réactif de laboratoire
II. 1.1.1. Pour réaliser la goutte épaisse (GE) et le frottis sanguin (FS)
II.1.1.2. Faire les tests de diagnostic rapide (TDR)
II.1.2. Matériel biologique
II.2. METHODES D’ETUDE
II.2.1. Pour réaliser la goutte épaisse (GE)
II.2.2. Pour réaliser le frottis sanguin (FS)
II.2.3. Pour faire les tests de diagnostic rapide (TDR)
II.2.4. Définition et détermination des variables statistiques
CHAPITRE III : RESULTATS ET DISCUSSION
III.1. RESUSTATS
III.1.1. Variation du test de diagnostic rapide par rapport à la goutte épaisse selon le sexe
III.1.2. Variation mensuelle du test de diagnostic rapide par rapport à la goutte épaisse
III.1.3. Variation par âge du test de diagnostic rapide par rapport à la goutte épaisse
III.1.4. Performances diagnostiques du test de diagnostic rapide par rapport à la goutte épaisse
III.2. DISCUSSION
CONCLUSION ET PERSPECTIVES
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES
WEBOGRAPHIE
