Efficacité et innocuité d’un vaccin anti-Gumboro

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Œufs embryonnés

Inoculer 0,2ml d’échantillon par voie intra-vitelline à 5 œufs de poulets embryonnés, dépourvus d’anticorps spécifiques et âges de 6 à 8 jours et par voie chorio-allantoïdienne (45).
Et 5 autres œufs de poulets embryonnés dépourvus d’anticorps spécifiques (EOPS) âges de 9 à 11 jours ; actuellement l’inocul ation par la voie vitelline est la plus appréciée, car elle donne de meilleurs rendements irauxv que la voie allantoïdienne classique (4).
Les embryons dépourvus d’anticorps spécifiques peuvent être obtenus à partir de titrage du troupeau dont la séronégativité vis-à-vis de l’IBD a été démontrée. Les lésions embryonnaires sont recherchées chez les embryons qui meurent ensuite. Les souches de sérotypes I de l’IBDV présentent un nanisme embryonaire, un œdème sous cutanée ou intracrânienne. Le foie est habituellement hypertro phié avec des taches de congestion lui donnant l’aspect marbré.
En cas de mort tardive, le foie peut être hypertrophié et verdâtre, avec des zones de nécrose. Le volume de la rate est augmenté et les reins sont hypertrophiés et congestifs, d’Aspect marbré. Lorsque des lésions embryonnaires sont présentées, le virus devrait être confronté à un antisérum spécifique de l’IBDV dans un test de séroneutralisation sur œuf embryonné.

Cultures cellulaires

Inoculer 0,5ml de l’échantillon sur chacune de 4 cultures de fibroblastes embryonnaires de poulet (CEF pour chicken Embryofibroblast) récemment parvenues à confluence du tapis cellulaires et préparées à partir d’œufs embryonnés exempts d’agents pathogènes spécifiques [EAPS] dans des flacons de 25cm3. Après 30 à 60 min d’absorption à 37°C, laver les tapis cellulaire 2 f ois à l’aide de solution tamponnée au sel d’earle et ajouter du milieu de survie dans chaque flacon.
Incuber les cultures à 37°C en observant quotidienn ement jusqu’à l’apparition de l’effet cytopathogène (ECP). Celui-ci se caractérise par l’apparition de petites cellules rondes et réfringentes. Si aucun ECP n’est observéaprès une période d’incubation de 6 jours, rejeter le milieu de culture, puis congeler et décongeler les tapis cellulaires et réinoculer le lysat obtenu à des cultures cellulaires fraîches.
Ce protocole peut devoir être répété au moins 3 sfoisi un ECP est observé, il convient de confronter le virus à un antisérum spécifique de l’IBDV dans un test de séroneutralisation virale révélée sur culture de llulesce. Les souches d’IBDV le plus pathogènes ne peuvent en général être adaptées àculturela en CEF à moins que le virus ait d’abord été soumis à un nombre important de passages en série sur œuf embryonnés.
Poulets EOPS
Cette méthode a été utilisée dans le passé maiseellest moins recommandée à ce jour compte tenu des impératifs de respect du bienêtre de l’oiseau due au défenseur des tortures animales. Cinq poulets sensibles âges de 3 à 7 semaines et 3 poulets de même âge présentant des anticorps contre l’IBDV sont inoculés par administration d’une goutte dans l’œil avec 0,05 ml d’échantillon. Les poulets sont euthanasiés 72 à 80 heures après inoculation, et la bourse de Fabricius est examinée. Les bourses de Fabricius des poulets infectés avec les souches pathogènes d’IBDV de sérotype I apparaissent jaunâtres et œdémateuses (parfois hémo rragiques), leurs stries sont très apparentes.
Un œdème est parfois présent autour de la bourse et des amas durcis de caséum. Les plis de la bourse présentent des pétéchies. Laprésence de lésion de la bourse chez les sujets, semblent accompagnée de l’absence de lésion chez les sujet immunisés et assure le diagnostique de l’IBD. Les bourses prélevées chez le sujet des groupes peuvent être utilisées comme antigènes dans une épreuve d’IDG.

Manifestations cliniques de la maladie

La période d’incubation est très courte, deux à trois jours.
Le tableau clinique associé à la maladie de Gumboro varie considérablement d’une région, d’un pays voire d’un continent à un a utre. Et ceci en fonction de l’âge à l’infection, de la protection maternelle, des souches sauvages circulantes, le type génétique du poulet, enfin l’historique et les antécédents d’infection dans la ferme.
Le passage de cette virose dans un élevage ou dansun pays vierge est souvent très meurtrier. Dans ce cas il s’agit des souches hyper virulentes. Au fur et à mesure de passages successifs dans une exploitation, la maladie apparaît plus précocement, pour être remplacée par des formes subclinique (1). Classiquement on distingue 3 expressions de la maladie.
Forme immunodépressive
Essentiellement décrite aux Etats-Unis d’Amérique,elle est due à des souches d’IBDV, comme les souches Delaware variants E ou GLS, échappant partiellement à la neutralisation par les anticorps dits «classiques ». Elle concerne les poussins de moins de 3 semaines, peu ou pas protégé par les anticorpsd’origine maternelle. Cette forme ne se traduit pas par une mortalité aiguë, mais fait le lit de surinfection souvent ravageuse. Elle n’existe quasiment pas dans les pays industrielles du fait des vaccinations systématiques des reproducteurs (46). Elle apparaît sur des animaux jeunes jusqu’à trois semaines d’âge et se traduit par :
– Retard de croissance
– Immunosuppression
– Echecs vaccinaux
– Atrophie de la bourse
– Prédisposition à d’autres infections animales

Table des matières

INTRODUCTION
PREMIERE PARTIE : SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE
I. GENERALITES DE LA MALADIE DE GUMBORO
I.1 Définition
I.2 Historique
I.3 Distribution
I.4 Agent étiologique
I.4.a. Sérotype I
I.4.b. Sérotype II.
I.5 Impact économique de l’IBDV
I.6 Résistance du virus aux désinfectants et agents physiques.
I.7 Structure antigénique et immunogénique
I.8 Pathogénie
I.9 Culture virale
I.9 a. OEufs embryonnés
I.9.b. Cultures cellulaires
I.9.c. Poulets EOPS
I.10 Manifestations cliniques de la maladie
I.10.a. Forme immunodépressive
I.10.b. Forme classique ou subclinique
I.10.c. Forme aigue ou clinique
I.11. Etude de l’Immunosuppression
I.11.a. Bref rappel sur le rôle physiologique de la BF.
I.11.b. Immunosuppression
I.12 Lésions
I.12.a. Lésions macroscopiques :
I.12.b. Lésions microscopiques
I.13. Epidémiologie
I.13A.Receptivite
I13aLiée a l’animal
I.13.b. Liée au milieu
I.13.B. Transmission de l’infection
I.14 Diagnostic
I.14.A. Diagnostic clinique
a- Forme aigue :
b- Forme suraiguë :
I.14.B. Diagnostic différentiel
I.14.C. Diagnostic de laboratoire
I14. C.1. Diagnostic Histologique
I14.C. 2. Diagnostic sérologique
a). Immunodiffussion en gélose (IDG)
b ) Séroneutralisation
c)L’ELISA.
I.14 C.3.Diagnostic virologique
a). Isolement viral.
b). Détection des antigènes viraux
c).Dans les coupes minces
d).Dans les suspensions de la BF
e).Détection du génome viral
I.15 Traitement
I.15.A. Prophylaxie sanitaire
I.15.B. Prophylaxie médicale
I.15.B.1 Notions de biologie
I.15.B.2. Mise au point des vaccins
I.15.B.3. Efficacité et innocuité d’un vaccin anti-Gumboro
I.15.B.4. Efficacité
I.15.B.5. Innocuité
I.15.B.6. Classification des vaccins
I.15.B.7.Vaccins classiques
I.15.B.8. Vaccins viraux
I.15.B.9. Choix des vaccins
I.15.B.10. Vaccins vivants atténués anti IBDV
I.15.B.11 Vaccins inactivés
I.15.B.12. Age de vaccination
I.15.B.13 Modalité d’emplois des vaccins vivants
I.15.B.14. Conditions d’emplois des vaccins à virus inactivés.
I.15B.18. Causes possibles d’échec vaccinal
DEUXIEME PARTIE : TRAVAUX DE TERRAIN
II- MATERIELS ET METHODE
A / PRESENTATION GLOBALE DE L’ETUDE
1- Contexte et justification de l’étude
2- Objectifs de l’étude
B/ MATERIELS ET METHODES
1. Matériels
1.1. Animaux et chronogramme d’étude
1.2-Milieux d’étude et personnels enquêtés
1.3- Matériels et supports utilisés
2. Méthodes
21- Réalisation des visites et déroulement de l’enquête
a- Paramètres techniques d’élevage
b- Profil épidémiologique
c- Evaluations vaccinales
d- Profil hygiénique, mesure de biosécurités et de lutte.
2.2- Prélèvements
a- Méthodologie de l’étude sérologique
b- Protocole de prélèvement.
2.3. Test ELISA
2.4 Analyse statistique et validation des résultats
III. RESULTATS
1. ENQUETES
1.1. Evaluations techniques d’élevages
a- Localisation des sites
b- Paramètres techniques de production (chair et pondeuse)
1.2- Profil épidémiologique des sites
a. Situations globales des sites investigués
b. Mortalité et morbidité enregistrées sur l’ensemble des fermes concernée par la maladie.
c. Mortalité et morbidité enregistrées de deux bandes (II et III) du site16
d. Evolution de la mortalité du site 12 pendant l’infection
e- Symptômes cliniques et étiologiques suspectés auprès des fermes ayant connu la maladie.
1.3 Dépistage des maladies
1.4 Les pratiques vaccinales
1.5. Profils hygiéniques , mesures de biosécurités et de luttes
a) Type de ventilation des bâtiments
b) Qualités des sols et abords de murs
c) Pratiques techniques de nettoyages
d) Biosécurités et mesures luttes
2. TEST SEROLOGIQUE
2.1. Bande I :
2.2. Bande II
2.3. Bande III
2.4. Date de vaccination selon une approche Kouwenhoven
IV. DISCUSSION
V. RECOMMANDATIONS
CONCLUSION
ANNEXES
BIBLIOGRAPHIE