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Dynamique à l’équilibre et hors d’équilibre de la
chromatine visualisée par microscopie de force
atomique
Les variants de H3 Cinq isoformes distinctes d’H3 sont présentes
chez les mammifères, H3.1, H3.2, H3.3, H3t et CENP-A . Les différences observées entre les variants d’H3 semblent mineures, mais une sélection positive très forte pèse sur chaque histone (Marzluff et coll. 2002). Chaque différence, même minime, semble donc être liée à une conséquence fonctionnelle importante. Les variants d’H3 spécifiques des centromères (cenH3) sont un des piliers de la construction des centromères, car indispensables à la formation des kinétochores, eux-mêmes responsables de l’attachement des microtubules et de la ségrégation chromosomique lors de la mitose et de la méiose (Blower et coll. 2001). En outre, les centromères ne sont pas définis par une séquence d’ADN spécifique mais par la présence des cenH3, ce qui a servi historiquement à leur cartographie chez les plantes et les animaux (Henikoff et coll. 2005; Henikoff et coll. 2005). L’incorporation des cenH3 se produirait de manière indépendante de la réplication (Amor et coll. 2004) et des approches biochimiques récentes ont permis de purifier un complexe d’incorporation (Foltz et coll. 2006; Okada et coll. 2006). Le variant d’histone H3.3 est enrichi dans les zones de transcription active chez les insectes, les plantes et les hommes (Ahmad et coll. 2002; McKittrick et coll. 2004; Chow et coll. 2005). H3.3 est chaperonné par une protéine spécifique, HIRA, qui le différencie des autres H3 et favorise son incorporation dans les régions transcriptionnellement actives (Tagami et coll. 2004). Ce variant est enrichi en marques de transcription active, à savoir une hyper-acétylation et une diméthylation de H3K36 et H3K79 (Hake et coll. 2006). H3.1 et H3.2 ont été longtemps confondus, mais l’étude de leurs modifications post traductionnelles suggèrent des rôles distincts (Hake et coll. 2006). H3.2 est méthylé sur H3K27 et serait impliqué dans la répression de l’expression des gènes, alors que H3.1 possède des marques associées à l’activation des gènes (H3K14ac) et à la répression de la transcription (H3K9me2).
Les variants de H2A
L’histone H2A est dotée de longues extensions de part et d’autre de l’histone fold: sa queue N-terminale s’intercale entre les deux tours d’ADN nucléosomal, alors que une partie de son extension C-terminale interagit avec le tétramère H3-H4 via un motif appelé « docking domain » (Luger et coll. 1997; Suto et coll. 2000). Comme nous le verrons ce domaine est essentiel à l’accrochage du dimère H2A-H2B sur le tétramère (H3-H4)2 et joue un rôle important dans la dynamique du nucléosome. Une fois présent dans le nucléosome H2A présente en surface une région nommée « patch acide » dont l’interaction avec la partie Nteminale de H4 est essentielle à la formation d’une fibre compacte de chromatine (Horn et coll. 2002; Zhou et coll. 2007). L’histone H2A est celui qui compte le plus grand nombre de variants (Figure 14). Certains de ces variants se caractérisent par des divergences de séquence importantes (Malik et coll. 2003). Quelques variants de H2A sont présents chez tous les eucaryotes comme 1.Introduction 26 / 234 H2A.X et H2A.Z, d’autres n’existent que chez les vertébrés comme macroH2A, certains comme H2A.Bbd ne sont présents que chez les mammifères (Malik et coll. 2003; Eirin-Lopez et coll. 2008).
H2A.Z
Le variant H2A.Z est présent chez les mammifères, les oiseaux (H2A.F), la drosophile (H2Av), C. elegans, les oursins (H2AZ/F), différents champignons dont Tetrahymena (H2Ahv1) et la levure (Htz1) (Raisner et coll. 2005). Chez la drosophile, le variant d’histone H2Av regroupe les fonctions attribuées à H2A.Z et H2A.X (voir partie suivante). Les variants homologues à H2A.Z ont été très conservés au cours de l’évolution. H2A.Z est relativement divergent par rapport à l’histone canonique, puisque les deux protéines ne partagent que 63 % d’homologie. La résolution de la structure du nucléosome contenant H2A.Z révèle une différence dans l’affinité de la liaison au tétramère (Suto et coll. 2000). La perte de trois liaisons hydrogènes déstabilise légèrement l’interaction entre H3 et H2A.Z (Suto et coll. 2000). A l’opposé, la région acide plus importante présentée par le dimère H2A.Z-H2B à la surface de l’octamère pourrait être importante pour lier la queue de l’histone H4 ou d’autres interacteurs non-histones (Suto et coll. 2000) et elle pourrait favoriser la formation de la fibre de 30 nm. Les différentes études réalisées in vitro des propriétés physiques du nucléosome variant contenant H2A.Z aboutissent à des conclusions différentes selon les techniques utilisées. Certaines mesures concluent que le nucléosome contenant H2A.Z serait moins stable (Abbott et coll. 2001) d’autres à une plus grande stabilité du nucléosome H2A.Z (Fan et coll. 2002; Park et coll. 2004; Jin et coll. 2007). La cristallisation de nucléosomes où un seul des deux dimères comporte H2A.Z semble peu favorable du fait de la réorganisation de l’interface H2A.Z-H2B (Suto et coll. 2000). Figure 15 : Effet de l’incorporation de H2A.Z sur la compaction de la fibre de chromatine Lors d’expériences d’ultracentrifugation, une fibre variante H2A.Z présente un coefficient de sédimentation S20,W plus important qu’une fibre conventionnelle, que se soit à basse concentration (a) ou à forte concentration (b) en MgCl2. Adapté de (Fan et coll. 2002). Une observation potentiellement importante est celle réalisé par Flaus et coll. (Flaus et coll. 2004) sur la mobilité des nucléosomes H2A.Z. Il a été montré in vitro que les nucléosomes H2A.Z diffusent thermiquement pour des températures autour 30°C beaucoup plus rapidement que les nucléosomes conventionnels. Cette propriété a été rapprochée de la forte dépendance des cellules par rapport au facteur de remodelage SWI/SNF dans des lignées où ce variant a été invalidé (Santisteban et coll. 2000). H2A.Z et les facteurs de remodelage seraient donc des mécanismes redondants pour la mobilité nucléosomale. Un autre étude par Li et coll. (2005) montre que les positions préférentiellement occupées par H2A.Z peuvent être dans certains cas différentes sur des systèmes reconstitués. In vitro, la présence de H2A.Z facilite la formation de fibres nucléosomales compactes, mais inhibe leur capacité à s’oligomériser (Fan et coll. 2002) (Figure 15). Ces données suggèrent que la chromatine contenant H2A.Z pourrait être présente dans l’hétéro chromatine. Parallèlement, il a été montré que l’absence de H2A.Z perturbe in-vivo la localisation de HP1alpha, une protéine connue pour être liée à la constitution et à la compaction de l’hétérochromatine et que HP1apha se lie préférentiellement in-vitro à des chromatines reconstitués avec H2A.Z (Fan et coll. 2004). Ces résultats suggèrent que la capacité pour les chromatines H2A.Z de former des fibres compactes jouerait un rôle dans la formation de l’hétérochromatine péricentrique. Figure 16 : Implication de H2A.Z dans l’architecture des promoteurs (a) H2A.Z est présent de part et d’autre d’un vide nucléosomal (ou NFR pour Nucleosome Free Region) au niveau des promoteurs. (b) Enrichissement en H2A.Z au niveau des promoteurs pour différents gènes. On remarque la présence de deux maximums locaux de probabilité (en jaune) de part et d’autre d’une zone appauvrie (en noir). Adapté de (Boulard 2007)et (Raisner et coll. 2005). Différents travaux ont permis de définir la carte à haute résolution (20 pb) du positivement de H2A.Z chez la levure, grâce à l’utilisation de puces haute densité composées de sondes chevauchantes (Raisner et coll. 2005). Différents groupes ont déterminé les loci où les nucléosomes contenant H2A.Z sont positionnés à l’échelle du génome (Guillemette et coll. 2005; Li et coll. 2005; Raisner et coll. 2005; Zhang et coll. 2005; Millar et coll. 2006; Barski et coll. 2007) Tous ces travaux s’accordent sur le point qu’une fraction importante des nucléosomes contenant H2A.Z se trouve localisée au niveau des promoteurs. La corrélation entre la présence de H2A.Z sur le promoteur et l’activité du gène n’est pas admise par toutes les études et se trouve encore débattue. Une autre analyse à haute résolution, réalisée cette fois chez l’homme en utilisant la technique de séquençage haut débit SOLEXA© , démontre que contrairement à ce qui a été observé chez la levure, la présence de H2A.Z sur le promoteur est corrélée avec une transcription active (Barski et coll. 2007). Ces études à haute résolution du positionnement de H2A.Z sur le génome montrent toutes que H2A.Z est fortement enrichi aux abords de la région sans nucléosome (nucleosome free region ou NFR) du promoteur (Raisner et coll. 2005; Barski et coll. 2007). Ces travaux montrent que deux nucléosomes contenant H2A.Z encadrent la NFR du promoteur, chez la levure et chez l’homme (Figure 16) (Raisner et coll. 2005; Barski et coll. 2007). Ces données ont abouti à l’identification d’une séquence de 22 pb suffisante pour promouvoir à la fois la 1.Introduction 28 / 234 formation d’une NFR et l’incorporation de H2A.Z dans les deux nucléosomes flanquant cette région (Raisner et coll. 2005). Cette séquence, fréquemment présente dans les promoteurs chez la levure, semble être le signal compris dans la séquence d’ADN et favorisant la déposition de H2A.Z. Chez la levure, l’acétylation des histones contribue également à diriger l’incorporation de H2A.Z vers les régions euchromatiques (Raisner et coll. 2005; Zhang et coll. 2005) L’incorporation de H2A.Z dans la chromatine est spécifiquement prise en charge par le complexe de remodelage SWR1 (Krogan et coll. 2003; Kobor et coll. 2004; Krogan et coll. 2004; Mizuguchi et coll. 2004). Une autre chaperonne d’histone appelée Chz1 dépose préférentiellement le dimère H2A.Z-H2B (Luk et coll. 2007). L’ensemble des données disponibles suggère donc que H2A.Z est impliqué dans plusieurs processus cellulaires, parmi ceux-ci la formation d’une architecture de la chromatine particulière sur les promoteurs autour des NFR ou le maintien de la structure de l’hétérochromatine péricentrique. On peut supposer que ces fonctions distinctes voire antagonistes sont probablement liées à la dynamique particulière de ces nucléosomes et à leurs mécanismes de déposition distincts.
H2A.X
Le variant H2A.X est présent au sein de l’ensemble du règne animal. C’est la seule histone de la famille H2A présente chez la levure, chez certains champignons et chez le parasite Giardia (Malik et coll. 2003). L’extrémité carboxy-terminale d’H2A.X contient 20 acides aminés de plus qu’H2A, et notamment le motif très conservé SQE (Li et coll. 2005) (Figure 14). La phosphorylation de cette sérine 139 est une marque forte, associée à la fonction de ce variant (voir ci-dessous). Chez les mammifères, un motif SQ ou TQ est présent en amont de ce motif (position 136 pour le résidu phosphorylable) et peut également être phosphorylé (Rogakou et coll. 2000). Enfin, une cassette GKK située quelques résidus en amont a également été très conservée au cours de l’évolution, ce qui suppose un rôle fonctionnel important de ces trois acides aminés et de leurs modifications posttraductionnelles (Li et coll. 2005) Une phosphorylation massive d’H2A.X sur sa sérine 139 a lieu lors de la réparation d’une cassure double brins de l’ADN. La forme phosphorylée de H2A.X, appelée γH2A.X est détectée dans tous les contextes cellulaires mettant en jeu des cassures double brins : agression par des agents extérieurs, apoptose, réplication, recombinaison des zones V(D)J lors de la maturation des lymphocytes et de la recombinaison homologue lors de la méiose. Trois kinases de la famille des PI3 kinases peuvent phosphoryler H2A.X : ATM, DNA-PK et ATR (Stiff et coll. 2004). La phosphorylation d’H2A.X pourrait avoir un rôle direct d’ouverture de la chromatine. Sa sérine 139 est située au niveau du site de fixation des histones de liaison et sa phosphorylation pourrait entraîner l’ouverture de la fibre de 30 nm, en chassant les histones de liaison (Li et coll. 2005). H2A.X n’est pas impliqué dans le recrutement initial des facteurs essentiels à la réparation des cassures doubles brins, mais dans leur accumulation (Celeste et coll. 2003). Il est reconnu par Arp4, sous unité commune des complexes de remodelage NuA4, Ino80 et Swr1 (Downs et coll. 2004). Ces complexes permettraient alors de modifier la structure de la chromatine, de telle sorte que la réparation de l’ADN puisse avoir lieu.
macroH2A
MacroH2A (mH2A) est un variant d’H2A contenant une région C-terminale de très grande taille (20 kDa) (Pehrson et coll. 1992). On retrouve deux isoformes alléliques, mH2A1 1.Introduction 29 / 234 et mH2A2, identiques à 80% (Chadwick et coll. 2001; Chadwick et coll. 2001; Costanzi et coll. 2001). L’ARN transcrit du gène mH2A1 subit un épissage différentiel conduisant aux formes mH2A1.1 et mH2A1.2, exprimées spécifiquement dans certains tissus (Chadwick et coll. 2001). Le variant mH2A est associé à une répression forte de la transcription, et serait notamment enrichi au sein du chromosome X inactif (Costanzi et coll. 1998; Costanzi et coll. 2001). De plus, mH2A est détecté dans des foyers hétérochromatiques apparaissant dans les cellules quiescentes ou sénescentes (Grigoryev et coll. 2004; Zhang et coll. 2005). MacroH2A a un effet répresseur de la transcription à deux niveaux. In vitro, il a été montré qu’il bloque l’action de la HAT p300, ce qui bloque la cascade de modifications post-traductionnelles des histones nécessaires à l’initiation de la transcription (Doyen et coll. 2006). Cet effet a été confirmé in vivo, car les nucléosomes contenant mH2A sont moins acétylés que ceux contenant H2A (Chakravarthy et coll. 2005), et l’interaction de mH2A avec HDAC1 et HDAC2 minimise l’acétylation des histones voisines. De plus, mH2A bloque l’action de complexes de remodelage de la chromatine, nécessaire à la mobilisation des nucléosomes lors de la transcription (Doyen et coll. 2006). La boucle L1 de macroH2A, située entre les deux premières hélices du fold histone, serait responsable de ce blocage. Le domaine C terminal de mH2A, appelé couramment domaine macro, a été cristallisé par plusieurs groupes (Chakravarthy et coll. 2005; Kustatscher et coll. 2005). Le domaine macro de mH2A1.1 est capable de lier un métabolite produit lors de la déacétylation par les HDAC de classe III, appelé O-acetyl-ADP-ribose. Par contre, le domaine macro de mH2A1.2 n’est capable de lier ce métabolite. Les conséquences fonctionnelles de cette liaison ne sont pas encore comprises, mais cette interaction renforce les liens entre métabolisme cellulaire et indexation des informations épigénétiques au sein de la chromatine.
Introduction |
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