Détermination d’une dose optimale induite par des rayons gamma en vue d’améliorer la variété Ndout du niébé

Détermination d’une dose optimale induite
par des rayons gamma en vue d’améliorer la variété
Ndout du niébé

Généralités sur le niébé (Vigna unguiculata)

Origine, domestication et diffusion

 Les hypothèses antérieures sur l’origine et la domestication du niébé reposaient sur des preuves botaniques et cytologiques, des informations sur sa répartition géographique et pratiques culturelles et historiques (Singh, 1997). L’origine africaine du niébé n’a jamais été contestée, car les formes sauvages sont endémiques en Afrique (Coulibaly et al., 2002). D’après les investigations basées sur le nombre de variétés trouvées chez le niébé sauvage et leurs caractéristiques primitives, il a été démontré que de la diversité génétique la plus élevée et la forme sauvage la plus primitive de V. unguiculata se trouvaient en Afrique australe (Singh, 1997). Le genre Vigna comprend environ cent (100) espèces principalement présentes en Afrique et en Asie. Parmi ces espèces, neufs (9) ont été domestiquées dont sept (7) en Asie et deux (2) en Afrique (Kongjaimun et al., 2012). L’espèce V. unguiculata est domestiquée en Afrique (Kongjaimun et al., 2012) où il est originaire. Néanmoins, plusieurs centres de domestication furent proposés par différents auteurs au cours de l’histoire. Parmi ces centres nous pouvons citer l’Ethiopie, l’Afrique de l’Ouest, de l’Est et du Sud (Ba et al., 2004). Mais des études moléculaires ont désigné un événement unique de domestication malgré la large distribution de la variété Vigna unguiculata ssp deskindtiana qui est considérée comme le progéniteur immédiat du niébé cultivé (Ehlers et Hall, 1997 ; Coulibaly et al., 2002). Cependant, bien que le centre de diversité des espèces sauvages est dans le sud-est de l’Afrique, l’Afrique de l’ouest est un grand centre de diversité du niébé cultivé et ainsi plusieurs études ont montré qu’il a était probablement domestiqué dans cette région (Fang et al., 2007). Par ailleurs, des études d’isozymes ont montré une absence de centre de diversité en Afrique de l’Ouest et un niveau supérieur de la diversité génétique chez les cultivars d’origine éthiopienne (Coulibaly et al., 2002). Ce dernier a été confirmé par des études basées sur des marqueurs AFLPs que la domestication s’est produite dans le nord-est de l’Afrique au 3 e millénaire avant Jésus Christ (Fang et al., 2007). Après sa domestication en Afrique, il est possible de supposer que le niébé et le sorgho, adaptés aux mêmes zones agro-écologique ont suivi la même diffusion hors de l’Afrique (Huynh et al., 2013). En effet, Singh (1997), affirme que le niébé a été introduit en Europe via l’Afrique du nord au environ de 300 ans avant Jésus Christ et en Inde aux environs de 200 ans avant Jésus Christ. Par ailleurs, à partir de l’Afrique orientale, le niébé a été amené à la péninsule arabique puis en Asie. Au VIIe siècle, la culture du niébé a été introduite en 5 BIBLIOGRAPHIE Amérique latine par les espagnols au cours de la traite négrière, alors que le sud des Etats Unis a commencé la culture du niébé au VIIIe siècle (Singh, 1997). 

Taxonomie et cytogénétique 

Le niébé, connu depuis l’Antiquité sous le nom d’Oolichos unguiculatus, est maintenant nommé Vigna unguiculata. C’est une Dicotylédone herbacée appartenant à l’ordre des Fabales, à la famille des Fabacées, à la sous-famille Faboideae, à la tribu des Phaseoleae, à la sous-tribu Phaseolinae, au genre Vigna, à la section Catiang, à l’espèce Vigna unguiculata et à la sous espèce unguiculata (Singh, 1997 ; Mithen et Kibblewhite, 1993). Le niébé est une espèce diploïde, ayant 2n = 22 chromosomes et la taille de son génome est estimé à 620 Mb (Pasquet et Baudoin, 1997 ; Andargie et al., 2014 ; Chen et al., 2017 ). 

 Caractéristiques botaniques 

La germination du niébé est épigée et les réserves contenues dans les cotylédons assurent une croissance vigoureuse de la jeune plante (Pasquet et Baudoin, 1997). Le niébé est une herbe annuelle qui peut atteindre une hauteur de 80 cm. Il a une forte racine pivotante lui permettant de suivre la descente des nappes d’eau en culture de décrue et de nombreuses racines latérales répandues dans le sol (Pasquet et Baudoin, 1997 ; Magloire, 2005). Il a l’avantage de vivre en symbiose avec les champignons mycorhiziens à arbuscules et des bactéries du sol fixatrices d’azote atmosphérique (Haro et al., 2012). Son port peut être dressé, semi-dressé, prostré ou grimpant (Abadassi, 2015). Sa tige est cylindrique, légèrement cannelée, volubile, lisse ou légèrement poilue et parfois teintée de pourpre, alors que ses feuilles de couleur verte foncée, sont alternes et trifoliées sauf la première paire de feuilles qui est simple et opposée. Elles présentent des variations considérables de taille (6-16 x 4-11 cm) et de forme (linéaire, lancéolée à ovée) et la longueur de leur pétiole varie entre 5 et 25 cm (Laleye, 2007 ; Magloire, 2005). Par ailleurs, les fleurs du niébé sont grandes, environ 2 cm de longueur et de largeur (si elles sont ouvertes), elles sont autolubrifiantes, portées sur des pédicelles courts et les corolles peuvent être blanches, jaunes, roses, bleu pâle ou violettes (Magloire (2005). Grâce à sa structure cléiostogame, le niébé est principalement autogame bien que l’on ait fait état d’un certain degré d’allogamie qui serait fonction de l’activité des insectes assurant la pollinisation (Ehlers et Hall, 1997). Les fleurs s’ouvrent tôt le matin et se ferment vers midi. Après la pollinisation, elles flétrissent et tombent. Néanmoins, les stigmates deviennent réceptifs environ 12 heures avant la déhiscence des anthères, ce qui permet la réalisation d’hybride 6 BIBLIOGRAPHIE artificiel (Ehlers et Hall, 1997). Après la floraison, deux à quatre fruits sont observés. Les fruits sont des gousses avec une variation de la taille, de la forme, de la couleur et de la texture. Ils peuvent être en érection, en forme de croissant ou enroulée. A maturité, elles peuvent être de couleur jaune, brune ou violette avec généralement 8 à 20 graines par gousse, dont leur taille (2-12 mm de long), leur forme (réniformes, globuleuses, etc.), leur couleur (blancs, verts, chamois, rouges, bruns, blanc hile entouré d’un anneau sombre, noirs, ou tachés de couleur), leur poids (5-30 g / 100 graines) la texture de leur tégument (lisse ou froissée) varient considérablement (Magloire, 2005 ; Laleye, 2007). 

 Phénologie et écologie 

Le niébé (Vigna unguiculata) est une culture de saison chaude et de courte durée (maturité à moins de 100 jours après semis) (Singh, 1997). Il pousse principalement dans des conditions humides et tolère la chaleur et la sécheresse (Magloire, 2005). Diverses études ont montré que la durée du cycle de développement du niébé est fonction à la fois du génotype et de l’environnement. La température optimale pour sa germination s’élève à 35° C et pour son développement reproductif à 28°C. Il affiche une bonne performance dans les zones agroécologiques où la pluviométrie est de 500 à 1200 mm d’eau par an (Dugje et al., 2009). D’autres études ont prouvé que la longueur des jours jouait un rôle dans le contrôle de l’induction florale chez certaines variétés traditionnelles. Cette photopériode peut avoir de grands effets sur le développement reproductif (Singh, 1997). Par ailleurs, le niébé est bien adapté à un large éventail de sols et nécessite des terreaux sableux bien drainés ou des sols sableux à pH compris entre 5,5 et 6,5 (Magloire, 2005). Figure 1 : Partie aérienne du niébé Mame Diarra GUEYE 2018 ; échelle 1/3,5 7 BIBLIOGRAPHIE 

 Importance agronomique, alimentaire et économique 

Le niébé (Vigna unguiculata L. Walp.), grâce à ses avantages agronomiques, environnementaux et économiques contribue à améliorer l’alimentation et les revenus de l’agriculture paysanne en Afrique, en Asie et en Amérique du Sud. Ces avantages ont permis à la production mondiale de passer de 1,3 à 7 millions de tonnes entre 1981 et 2013 (Gonçalves et al., 2016) avec comme principaux pays producteurs le Nigeria, le Niger, le Mali, le Sénégal, Togo, Bénin, Ghana, Tchad en Afrique de l’Ouest; Tanzanie, Somalie, Kenya, Zambie, Zimbabwe, Botswana et le Mozambique en Afrique orientale et australe; Inde, Pakistan, Sri Lanka, Philippines, Bangladesh, Indonésie et la Chine en Asie; et le Brésil, les Antilles, Cuba et USA du sud en Amérique (Mahalakshmi et al., 2007). Le niébé est particulièrement bien adapté à la zone sèche où de nombreuses autres cultures pourraient échouer ou donner de très mauvais résultats en raison du stress hydrique causé par des précipitations irrégulières et de courte durée, ainsi que par une fertilité médiocre du sol (Boukar et al., 2015). Il a l’avantage de former une double symbiose avec les bactéries du genre Rhizobium et les champignons mycorhiziens arbusculaires (MA) du sol qui sont des biofertilisants naturels permettant d’augmenter la productivité des plantes (Diop et al., 2013). Grâce au Rhizobium, le niébé est capable de fixer l’azote atmosphérique et n’a donc pas ou peu besoin d’épandage d’engrais azoté. Il est cultivé principalement comme culture intercalaire avec le sorgho et le mil dans les savanes sèches mais est également intercalé avec le maïs dans les savanes humides permettant ainsi à ces céréales de bénéficier de l’azote. En effet il peut fixer jusqu’à 240 kg / ha et laissent entre 60 et 70 kg / ha dans le sol après la récolte. La culture suivante pourra donc bénéficier de ce surplus d’azote (Boukar et al., 2015). Le niébé joue un rôle essentiel dans la vie de millions de personnes en leur fournissant une source majeure de protéines alimentaires qui complémente nutritionnellement les cultures de céréales et de tubercules à faible teneur en protéines. Il a une teneur en graisse relativement faible et une teneur totale en protéines deux à quatre fois plus élevée que celle des céréales et des tubercules (25% du poids des graines). Comme les autres légumineuses, les protéines des graines de niébé sont plus riches en acides aminés lysine et tryptophane par rapport aux céréales, mais pauvres en méthionine et en cystiène par rapport aux protéines animales. Ils sont aussi une riche source de minéraux et de vitamines (Timko et Singh, 2008). En plus des graines, les feuilles, les gousses vertes, les haricots verts et les haricots matures sont aussi consommés sous diverses formes (Gonçalves et al., 2016). Les feuilles séchées, tiges et parois des gousses constituent par ailleurs une bonne source de fourrage de qualité pour les animaux, en particulier les ruminants (Boukar et al., 2015 ; Huynh et al., 2017). 8 BIBLIOGRAPHIE Sur le plan économique, le niébé est une importante source de devises. Par exemple au Burkina Faso, les exportations de niébé ont représenté 0,14% des exportations globales du pays entre 1991 et 0,20% en 1990. Ces exportations ont ainsi rapporté 44.025.000 CFA (en valeur FOB) en 1991 et 83.356.252 CFA en 1990 (Chehaibi et al., 2003). Malgré son importance, le niébé rencontre plusieurs contraintes d’ordre biotiques et abiotiques. 

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 Contraintes écologiques

 Contraintes biotiques

 Les plus importants ennemis biologiques du niébé sont les insectes nuisibles, les parasites et les mauvaises herbes (Abadassi, 2015). Le niébé peut être sévèrement attaqué à toutes les phases de sa croissance (Dugjé et al., 2009) et les dégâts se traduisent par une destruction de la plante ou par une dépréciation de la qualité des graines voire leur perte totale. Parmi ces ravageurs nous pouvons citer les ravageurs pré-floraison (cicadelles (Empoasca sp.), pucerons (Aphis craccivora), coléoptères feuillus (Ootheca sp.), les ravageurs post-floraison (thrips des fleurs (Megalurothrips sjostedti), foreurs de gousses (Maruca sp., Cydia sp.), coléoptères des fleurs (Mylabris sp.), Insectes suceurs de gousses (Anoplocnemis curvipes, Riptortus sp., Acanthomia sp.) et les ravageurs de stockage (charançons de stockage (Callosobruchus maculatus, Bruchidius atrolineatus). D’autres maladies du niébé ont été noté en zones tropicale dont des maladies fongiques (mortalité des semis, pourriture des tiges (anthracnose, pythium pourriture de la tige, pourriture sclérotique, flétrissement (fusariose), des maladies des feuilles (tache de Cercospora, feuille de septoriose) tache, brûlure de la toile, brûlure de l’ascochytose, rouille brune, tache noire ou charbon de feuille, mildiou poudreux), des maladies des gousses (tache brune, gale)), des maladies bactériennes (brûlure bactérienne, pustule bactérienne ou tache bactérienne) et des maladies causées par des virus (mosaïque sévère du niébé, mosaïque jaune du niébé, mosaïque du niébé, mosaïque du doré mosaïque). Certaines de ces maladies entrainent une perte totale des rendements. Euphorbiaceae tels que Euphorbia heterophylla ou Euphorbia hirta, Cyperaceae comme Cyperus sp., Gramineae tels que Imperata cylindrica, Panicum maximum ou Digitaria velutina et Scrofulariaceae comme le parasite Striga gesnerioides sont les mauvaises herbes qui causent d’importants dommages aux plantes de niébé en zone tropicale. (Abadassi, 2015 ; Dugjé et al., 2009 ; Issoufou et al., 2017 ; Magloire, 2005; N’gbesso et al., 2013).

Table des matières

INTRODUCTION
1. Généralités sur le niébé (Vigna unguiculata)
1.1. Origine, domestication et diffusion .
1.2. Taxonomie et cytogénétique
1.3. Caractéristiques botaniques .
1.4. Phénologie et écologie
1.5. Importance agronomique, alimentaire et économique
1.6. Contraintes écologiques
1.6.1. Contraintes biotiques.
1.6.2. Contrainte abiotique : la photosensibilité
1.7. Etude de la diversité
1.8. Variétés de niébé au Sénégal : locale et améliorée
1.8.1. Variétés locales ou traditionnelles
1.8.2. Variétés améliorées .
2. Mutagénèse.
2.1. Mutagénèse induite
2.2. Impact de la mutagénèse sur l’amélioration des plantes
2.3. Mutagénèse induite aux rayonnements gamma
MATERIEL ET METHODE
A. ETUDE DE LA M1
1. MATERIEL
Matériel végétal
2. METHODES
2.1. Dispositif expérimental
2.2. Caractérisation agro-morphologiques des mutants
2.2.1. Evaluation des caractères qualitatifs
2.2.2. Evaluation des caractères quantitatifs
– Avant floraison
– Après floraison
2.3. Analyses statistiques
B. ETUDE DE LA M2
1. MATERIEL
Matériel végétal
2. METHODES
2.1. Dispositif expérimental
2.2. Suivi de la photosensibilité
RESULTATS
A. Evaluation de la M1
1. Taux de germination
2. Taux de survie
3. Effet de la dose d’irradiation sur les variables qualitatifs
4. Effet de la dose d’irradiation sur les variables quantitatifs
4.1. Avant floraison
4.1.1 Taux de floraison
4.1.2 Date de floraison
4.1.3. Hauteur de la plante
4.1.4. Longueur entre l’hypocotyle et la première feuille
4.1.5. Dimension des feuilles cotylédonaires
4.1.6. Dimension des folioles
4.1.7. Longueur du pétiole
4.1.8. Nombre de feuilles par plante
4.2. Après floraison
4.2.1. Hauteur de la plante
4.2.2. Dimension des folioles
4.2.3. Longueur des pétioles
4.2.4. Nombre de feuilles
4.2.5. Nombre de ramifications
4.2.6. Taux de production
4.2.7. Caractéristiques des gousses
4.2.7.1. Dimension des gousses
4.2.7.2. Poids moyen de la gousse
4.2.7.3. Nombre de gousses par pédoncule et par plante
4.2.8. Caractéristiques des graines
4.2.8.1. Dimension des graines
4.2.8.2. Poids moyen de la graine
4.2.8.3. Poids des 100 graines
4.2.8.4. Nombre de graines par gousse et par plante
5. Corrélation des variables quantitatives après floraison
6. Analyse sur composante principale
7. Classification hiérarchique des mutants
B. Evaluation de la M2
DISCUSSION
1. Impact de la mutation sur la germination et la survie des plantes M1
2. Impact de la mutation sur les caractères agro morphologiques des plantes M1
3. Impact de la mutation sur la photosensibilité des plantes M2
CONCLUSION ET PERSPECTIVES
REFERENCE

 

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