Transmission du paludisme
Le paludisme est transmis généralement d’une personne à une autre par les piqûres de moustiques vecteurs du genre Anophèles. L’intensité de la transmission dépend de facteurs liés au parasite, au vecteur, à l’hôte humain et à l’environnement. Dans les zones de transmission élevée et régulière, chaque personne reçoit environ une à plusieurs centaines de piqûres infectantes par an. Dans les zones où la transmission est habituellement moins importante, une personne peut recevoir environ une à quelques dizaines de piqûres infectantes par an. Dans les conditions où la transmission est très basse ou interrompue pendant plusieurs années, les personnes reçoivent moins d’une piqûre infectante par an (Mouchet et al., 1993; Rogier, 2003; Rogier et al., 2006; Pages et al., 2007). Outre les facteurs biologiques de l’hôte et du parasite, la température et la pluviométrie sont à prendre en compte pour expliquer la transmission. En effet, dans les régions les plus sèches et les régions d’altitude d’Afrique et dans certaines régions d’Asie, la transmission est moins importante et moins régulière par rapport aux régions tropicales et subtropicales.
Vecteurs du paludisme
Un vecteur est un point de passage obligatoire pour la diffusion de l’agent pathogène qui va soit «simplement» s’y multiplier (virus) ou y assurer une partie de son cycle (parasites) (Pages et al.,2007). Les vecteurs du paludisme humain appartiennent tous au genre Anophèles qui fait partie de la famille des Culicidea et de l’ordre des Diptera. Il existe plus de 450 espèces d’anophèles recensées sur la planète, mais une cinquantaine est impliquée dans la transmission obligatoire du paludisme d’homme à homme. Les autres ne participent pas à la transmission soit parce qu’elles piquent de préférence les animaux, soit parce qu’elles sont réfractaires aux Plasmodiums ou à une souche de Plasmodium (Pages et al., 2007). En Afrique tropicale, on retrouve 14 espèces d’anophèles vecteurs dont cinq principales: An. gambiae s.s., An. arabiensis, An. funestus, An. nili s.l. et An. Moucheti (Mouchet et al., 2004).
Cycle biologique de Plasmodium spp
Le cycle de tous les plasmodiums humains est essentiellement le même. Lorsque qu’un anophèle infecté effectue un repas sanguin, il peut inoculer à l’individu quelques dizaines de sporozoites, la forme infectante du parasite. Le cycle parasitaire chez cet hôte humain comprend une phase de développement dans les hépatocytes (schizogonie pré ou exo-érythrocytaire) et une phase de développement dans les érythrocytes (schizogonie érythrocytaire) d’approximativement 48 h pour P. falciparum, P. vivax et P. ovale et de 72 h pour P. malariae (Rogier, 2003).
Chez l’homme
Schizogonie pré ou exo-érythrocytaire : Au cours de son repas chez l’hôte humain, le moustique infecté injecte des sporozoites qui gagnent rapidement le foie. Les sporozoites transitent dans la circulation générale et en quelques minutes, ils envahisent les hépatocytes. Ils grossissent, se divisent et constituent en une semaine des corps bleus volumineux (ou schizontes matures) qui déforment l’hépatocyte et repoussent son noyau en périphérie. L’éclatement des schizontes matures libèrent de nombreux mérozoites, qui pour la plupart passent dans la circulation sanguine. Schizogonie érythrocytaire : Après rupture de la membrane parasitophore du schizonte et de la membrane plasmique de l’hépatocyte, les mérozoites sont libérés dans la circulation sanguine où ils débutent le cycle érythrocytaire. Ces mérozoites pénètrent chacun dans un érythrocyte grâce à un processus parasitaire actif et se différencient au sein de la vacuole parasitophore en anneau, puis en trophozoïte, stade à partir duquel une intense phase réplicative commence. Le trophozoïte grossit, et son noyau se divise, donnant alors un schizonte qui se charge en pigment malarique ou hémozoïne.
Arrivé à maturité, le schizonte éclate et les mérozoites libérés envahissent de nouvelles hématies. Au bout de plusieurs cycles schizogoniques asexués, certains parasites érythrocytaires vont se différencier en gamétocytes mâles et femelles, qui permettront la poursuite du cycle chez le moustique.
Phase sexuée chez le moustique
Lors de son repas sanguin, l’anophèle absorbe des gamétocytes mâles et femelles. Dans son estomac, ces gamétocytes se transforment en gamètes: un gamétocyte femelle produit un gamète femelle et un gamétocyte mâle peut produire par exflagellation, après division du noyau 8 gamètes mâles. Les gamètes mâles et femelles fusionnent dans l’estomac de l’insecte pour former un zygote qui évolue en un œuf mobile, l’ookinète qui traverse la membrane péritrophique et forme un oocyste qui se divise immédiatement. Les cellules dans l’oocyste prennent une forme allongée et se transforment en sporozoites. Lorsque les sporozoites sont formés, la paroi de l’oocyste se déchire et ils sont libérés dans la cavité générale de l’insecte où ils achèvent leur maturation, puis gagnent ses glandes salivaires. Le cycle du parasite chez l’anophèle, dit cycle sporogonique permet la pérennisation du parasite puisqu’il comporte sa phase sexuée et est le pivot de l’épidémiologie du paludisme.
Les techniques de diagnostic du paludisme
Les techniques de diagnostic du paludisme peuvent être classées en trois grands groupes : celles qui nécessitent un microscope, celles reposant sur la recherche d’antigènes et celles faisant appelle à la biologie moléculaire.
L’examen microscopique d’un frottis sanguin et d’une goutte épaisse demeure la méthode de référence selon l’OMS et permet de confirmer la maladie, d’identifier l’espèce plasmodiale en cause et d’évaluer la parasitémie.
Les tests immunologiques récents de diagnostic rapide (TDR) détectant les antigènes plasmodiaux sont simples, rapides et n’exigent pas de compétences particulières.
L’amplification génique par PCR est de plus en plus courante dans les études épidémiologiques et dans les investigations sur l’origine des infections. C’est la technique la plus sensible qui permet de détecter de très faibles parasitémies de l’ordre de 0,3 parasite/μl de sang avec une possibilité de quantification de l’ADN plasmodiale en utilisant la PCR quantitative (de Monbrison et al., 2003). Toutefois les méthodes d’amplification génique demandent beaucoup plus de ressources et de compétences.
Table des matières
INTRODUCTION
I) 1. GENERALITES
I) 1.1. Transmission du paludisme
I) 1.2. Agents pathogènes
I) 1.2.1. Plasmodium falciparum
I) 1.2.1.1. Le polymorphisme allélique
I) 1.2.1.2. La recombinaison
I) 1.2.1.3. Les réarrangements chromosomiques
I) 1.2.1.4. La variation antigénique
I) 1.2.1.5. Quelques gènes d’intérêts chez P. falciparum
I) 1.2.1.5.1. Le gène msp-1
I) 1.2.1.5.2. Le gène msp-2
II) 1.2.2. Plasmodium vivax
I) 1.2.3. Plasmodium ovale
I) 1.2.4. Plasmodium malariae
I) 1.2.5. Plasmodium knowlesi
I) 1.3. Vecteurs du paludisme
I) 1.4. Cycle biologique de Plasmodium spp
I) 1.4.1. Chez l’homme
I) 1.4.1.1. Schizogonie pré ou exo-érythrocytaire
I) 1.4.1.2. Schizogonie érythrocytaire
I) 1.4.2. Phase sexuée chez le moustique
I) 1.5. Epidémiologie et distribution du paludisme dans le monde
I) 1.5. 1. Epidémiologie du paludisme au Sénégal
I) 1.6. Epidémiologie du paludisme dans les contextes de faible transmission
I) 1.7. Les techniques de diagnostic du paludisme
I) 2. PROJET DIELMO-NDIOP
CHAPITRE II : MATERIEL ET METHODES
II) 1. MATERIEL
II) 1.1 Matériel biologique
II) 1.2. Gènes cibles
II) 2. Méthodes
II) 2.1. Site et population d’étude
II) 2.1.1. Site d’étude
II) 2.1.2. Population d’étude
II) 2.2. Diagnostic biologique du paludisme
II) 2.2.1 Diagnostic direct
II) 2.2.1.1. Microscopie
II) 2.2.2. Diagnostic indirect
II) 2.2.2.1. Tests de diagnostic rapide
II) 2.2.2.2 Méthodes moléculaires
II) 2.2.2.2.1. Extraction de l’ADN parasitaire
II) 2.2.2.2.2. Amplification par PCR en Temps Réel (qPCR)
II) 2.2.2.2.3. Génotypage par la PCR nichée
II) 2.2.2.2.3.1. Réaction de PCR primaire
II) 2.2.2.2.3.2. Réaction de PCR nichée
II) 2.2.2.2.3.3. Migration et révélation des produits PCR
CHAPITRE III : RESULTATS ET DISCUSSION
III) 1. RESULTATS
III) 1.1. Caractéristiques démographiques de la population d’étude
III) 1.2. Caractéristiques démographiques des deux groupes d’étude (Microscopie et Sub- microscopie)
III) 1.3. Comparaison du nombre de génotypes parasitaires entre les groupes Microscopie et Sub-microscopie
III) 1.4. Comparaison du nombre moyen de génotypes parasitaires dans les groupes Microscopie et
Submicroscopie
III) 1.5. Prévalence des familles alléliques de msp-1 et msp-2 dans les deux groupes Microscopie et
Sub-microscopie
III) 1.6. Prévalence des familles alléliques dans les deux groupes d’âge
III) 1.7. Multiplicité de l’infection dans les groupes Microscopie et Sub-microscopie
III) 2. DISCUSSION
CONCLUSION ET PERSPECTIVES
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES
WEBOGRAPHIE
ANNEXES
ANNEXE A : PREVALENCES PARASITAIRES
ANNEXE B : DIAGNOSTIC BIOLOGIQUE DU PALUDISME (DIAGNOSTIC MICROSCOPIQUE)
ANNEXE C : DIAGNOSTIC INDIRECT DU PALUDISME
ANNEXE D : PCR QUANTITATIVE EN TEMPS REEL (QPCR)
ANNEXE E : SEQUENCE DES AMORCES UTILISEES POUR LA PCR NICHEE
