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Organisation des neurones sérotoninergiques
La 5-HT est impliquée dans de nombreux processus physiologiques et cognitifs tels que les émotions (Graeff et al., 1996), la régulation des cycles circadiens (Prosser et al., 1990), les cycles veille/ sommeil (Levine and Jacobs, 1992; Portas et al., 2000; Ursin, 2002), la locomotion (Jacobs and Fornal, 1993; White et al., 1996), les comportements sexuels, alimentaires ou sociaux (Weiger, 1997). Cet éventail de fonctions est vraisemblablement dû aux variétés de structures cérébrales dans lesquelles les neurones sérotoninergiques se projettent ainsi qu’aux nombreuses innervations qu’il reçoit.
Figure 3 Distribution des neurones sérotoninergiques. Les noyaux les plus caudaux (B1-B2-B3) projettent dans la moelle épinière, alors que les noyaux du raphé dorsal (DRN) (B6-B7) et du raphé médian (DRM) (B5-B8) projettent vers des zones cérébrales différentes qui se chevauchent (Voisin et al., 2016).
Les neurones sérotoninergiques, dont le nombre estimé est d’environ 26 000 (Ishimura et al., 1988), synthétisent et libèrent la 5-HT et sont regroupés en noyaux dans le raphé dorsal (DRN) (noyaux B6-B7), médian (DRM) (noyaux B5-B8) et caudal (noyaux B1-B2-B3) (Figure 3). Ces neurones, pauvres en épines dendritiques, ont la particularité d’être riches en axones collatéraux portant un grand nombre de varicosités formant ainsi des synapses dites « en passant » (van der Kooy and Hattori, 1980; Köhler et al., 1982; Descarries et al., 1982; Imai et al., 1986; Gagnon and Parent, 2014).
L’identité des neurones sérotoninergiques est caractérisée par l’expression de marqueurs moléculaires membranaires et intracellulaires. Les marqueurs couramment utilisés sont la TPH2, l’AADC, le transporteur de la 5-HT (SERT), le VMAT2, la MAO-A et la MAO-B et les autorécepteurs sérotoninergiques 5-HT1A/B (pour revue Goridis and Rohrer, 2002). La différenciation des neurones précurseurs en neurones 5-HT exprimant ces marqueurs sérotoninergiques est dépendante de l’expression du facteur de transcription Pet-1 (Liu et al., 2010; Wyler et al., 2016). C’est pourquoi, le promoteur Pet-1 est utilisé dans nos modèles transgéniques de souris knock-out conditionnelles pour les récepteurs 5-HT2B seulement dans les neurones sérotoninergiques (5-HT2B5-HTKO).
Figure 4 Projections sérotoninergiques en fonction des noyaux du raphé. Projections issues du noyau B7 (A)(C), B8(C) et B(D) projetant au niveau cortical et central (Muzerelle et al., 2014). L’équipe du Pr Gaspar a mis en évidence que les neurones issus du noyau B7 du DRN projettent préférentiellement vers les structures corticales (Figure 4 A). Ceux dont les corps cellulaires se situent dans le noyau B8 du MRN ciblent des structures centrales comme l’hippocampe (Figure 4 B). Enfin, les neurones issus du raphé supralaminal (B9) projettent au niveau du cortex préfrontal (CPF), de l’aire tegmentale ventrale (ATV), du locus coeruleus (LC) et aussi sur les neurones 5-HT du raphé (Figure 4 D). L’organisation topographique des neurones sérotoninergiques permet d’associer différentes fonctions aux différents noyaux du raphé selon les structures dans lesquelles ils projettent. L’analyse des propriétés électrophysiologiques associée à une étude transcriptomique des neurones 5-HT dans différentes structures cibles a montré que ces différents noyaux sont en réalité des populations bien distinctes avec des caractéristiques physiologiques spécifiques (Beck et al., 2004; Fernandez et al., 2015; Mlinar et al., 2016).
Les populations de neurones sérotoninergiques sont, en général, distinguées par leur localisation dans les noyaux du raphé, leur morphologie et leur profil de décharge électrophysiologique. La mise au point de nouvelles méthodes de dissociation neuronale et de tri par cytométrie en flux associées à des études transcriptomiques a permis de différencier l’origine développementale des populations de neurones sérotoninergiques issus de différents rhombomères exprimant de façon variable des marqueurs génétiques spécifiques (Jensen et al., 2008) tels que la TPH2, le transporteur vésiculaire du glutamate 3 (VGLUT3) et le transporteur de la sérotonine (SERT). Il a été mis en évidence que chaque sous-populations sont associées à des fonctions spécifiques (Okaty et al., 2015; Wyler et al., 2016) .
Acteurs de la transmission sérotoninergique
Les différentes modulations du système sérotoninergique sont complexes de par la diversité des réseaux et mécanismes impliqués. Cela inclut notamment la modulation de la signalisation, de l’expression et de la distribution des récepteurs et du transporteur de la 5-HT permettant une régulation fine de la transmission sérotoninergique. Ainsi, un déséquilibre de cette régulation est associé à différentes pathologies psychiatriques.
Le transporteur de la sérotonine SERT
La stimulation des neurones sérotoninergiques provoque une libération de 5-HT dans le milieu extracellulaire. Celle-ci est ensuite transportée par le transporteur de la sérotonine SERT vers le milieu intracellulaire. Ainsi, l’action de SERT régule les concentrations extracellulaires de 5-HT et donc la force de la transmission sérotoninergique (Blakely et al., 1991; Torres and Amara, 2007; Steiner et al., 2008). Des perturbations de la modulation de SERT sont associées à de nombreux dérèglements physiologiques et comportementaux.
Les souris invalidées pour le gène codant SERT (Slc6a4) montre l’étendue des fonctions affectées par l’absence de SERT et soutient son rôle central dans la transmission sérotoninergique (pour revue Murphy and Lesch, 2008).
Distribution
Le SERT est fortement exprimé par les neurones sérotoninergiques du DRN et MRN et plus faiblement par les neurones du raphé caudal (Fujita et al., 1993; Bengel et al., 1997). De fortes densités de SERT ont été observées dans le noyau caudé / putamen, le NAc, l’amygdale, le cortex, la substance noire, le pallidum ventral, le septum et l’hippocampe ; en revanche, de faibles densités ont été observées dans le cervelet (Hensler et al., 1994; Stockmeier et al., 1996; Sur et al., 1996; Bengel et al., 1997; Kish et al., 2005). Au niveau cellulaire, SERT est majoritairement localisé dans les axones à savoir: 1) le long des axones (varicosités), 2) au niveau des terminaisons synaptiques des neurones sérotoninergiques et enfin 3) dans les corps cellulaires des neurones.
Régulations
De par sa fonction unique dans la recapture de la 5-HT, la modulation de SERT est un élément clé dans la transmission sérotoninergique. De nombreux mécanismes modulent les propriétés pharmacologiques, l’expression, le trafic et la distribution de SERT (pour revue Bermingham and Blakely, 2016). SERT est lié à l’enzyme oxyde nitrique synthase neuronale (nNOS) (Chanrion et al., 2007), dont l’activation induit la synthèse d’oxyde nitrique (NO) et de guanosine monophosphate cyclique (GMPc), qui module négativement l’expression du transporteur via la protéine kinase G (PKG) (Launay et al., 2006; Ramamoorthy et al., 2007; Sørensen et al., 2014). Les différents R-5-HT sont couplés à certaines voies de signalisation modulant le SERT mais, pour l’instant, aucune corrélation n’a été mise en en évidence quant à une régulation directe du SERT par les R-5-HT. Enfin, la 5-HT semble exercer un rétrocontrôle sur le SERT en diminuant sa capacité de recapture afin de stabiliser les concentrations de 5-HT extracellulaire in vitro (Jørgensen et al., 2014).
De nombreuses protéines kinases ou phosphatases sont impliquées dans la régulation de l’activité du SERT (Figure 5). In vitro, des phosphorylations dépendantes de la protéine PKA et de la PKC ont lieu au niveau des domaines N et C-terminus du SERT (Blakely et al., 1998). La stimulation de la PKA augmente la phosphorylation du SERT sans affecter sa capacité de transport (Vmax) (Ramamoorthy et al., 1998). Cependant, in vivo dans les préparations de synaptosomes de CPF, la stimulation de la PKA augmente la capacité de transport du SERT (Awtry et al., 2006). La PKC exerce une régulation biphasique du SERT. La première phase est la phosphorylation d’un résidu sérine entrainant la diminution de la capacité de transport du SERT, puis une seconde phosphorylation sur une thréonine provoquant l’internalisation du transporteur (Jayanthi et al., 2005). Le SERT est phosphorylé et son expression est positivement régulée par les agents de la voie de la signalisation de la PKG (Miller and Hoffman, 1994; Ramamoorthy et al., 1998; Zhu et al., 2004a, 2004b; Prasad et al., 2005; Zhang et al., 2007; Wong et al., 2012). Cette régulation est parfois liée à une augmentation de l’expression du SERT à la membrane (Zhu et al., 2004a, 2004b; Prasad et al., 2005; Zhu et al., 2007), parfois liée à une augmentation de sa capacité de transport (Ramamoorthy et al., 2007) (Figure 5). Il semble que la PKG phosphoryle la thréonine 276 et maintienne sa conformation ouverte augmentant ainsi l’activité du SERT (Zhang et al., 2014). L’inhibition de la protéine MAP kinase P38 (P38-MAPK) diminue la phosphorylation du SERT et son expression membranaire de surface, alors que son activation augmente la capacité de transport du SERT (Zhu et al., 2004a, 2004b; Prasad et al., 2005; Samuvel et al., 2005; Zhu et al., 2007; Lau et al., 2009; Chang et al., 2012). Cependant, aucun site de phosphorylation par la PKA, la PKC, ni la P38-MAPK n’a été identifié pour le moment mais certains ont été proposés tels que la sérine149, la sérine277 ou la thréonine 603 pour la PKC ; la thréonine 616 pour la P38-MAPK (Sørensen et al., 2014).
Figure 5 Régulation de SERT par phosphorylation. Impact de la phosphorylation et sites putatifs de phosphorylations du SERT par les protéines kinases PKC, PKA, PKG et le p38-MAPK sur l’expression membranaire et de l’activité de recapture (Vmax) de SERT.
Les récepteurs sérotoninergiques
La 5-HT est recaptée par le SERT suite à sa libération, d’où son rôle crucial dans l’homéostasie sérotoninergique car elle module la quantité de 5-HT qui va activer les R-5-HT. Ces derniers, par leur couplage à différentes voies de signalisation, vont moduler l’excitabilité des neurones sérotoninergiques, les propriétés pharmacologiques du SERT ou la libération de neuromodulateurs selon s’ils sont exprimés par des neurones sérotoninergiques (autorécepteurs) ou des neurones non sérotoninergiques (hétérorécepteurs). Ce sont donc des acteurs important de la transmission sérotoninergique. Le système sérotoninergique compte le plus grand nombre de sous-type de récepteurs (14 gènes différents). Dans ma thèse, j’ai particulièrement étudié le R-5-HT2B. Ainsi, l’étude des phénotypes induits par la délétion génétique du R-5-HT2B dans les neurones sérotoninergiques nous a permis de développer l’hypothèse selon laquelle le R-5-HT2B pourrait agir tel un modulateur positif de l’activité des neurones sérotoninergiques, à l’inverse du R-5-HT1A (Article 1). De plus, l’article 2 de la partie résultats porte sur l’interaction du R-5-HT2B avec la protéine de pontage CIPP. Ces protéines forment un complexe capable de moduler la distribution des R-5-HT2B et des récepteurs glutamatergiques NMDA (R-NMDA) suggérant un rôle dans la neurotransmission. Enfin, nous avons étudié l’impact fonctionnel de la dimérisation des R-5-HT2 (Annexe1). C’est pourquoi, dans cette section, je décrirai principalement les récepteurs des familles 5-HT1 et 5-HT2A/2C, les autres familles de récepteurs 5-HT ne seront que brièvement abordées. Enfin, le récepteur 5-HT2B fera l’objet du prochain chapitre.
La majorité des R-5-HT appartiennent à la famille des récepteurs couplés aux protéines G (RCPGs). Les RCPGs répondent à de nombreuses stimulations (odeurs, hormones, neuromodulateurs) et participent aux messages traduisant la perception de la lumière, du goût, du toucher ou de la douleur (pour revue Rosenbaum et al., 2009). Ils partagent tous une structure commune composée de sept domaines transmembranaires, un domaine extracellulaire et un domaine intracellulaire. La liaison de l’agoniste sur son récepteur active les protéines G qui sont composées de trois sous-unités ( , Les sous-unités et se séparent et agissent individuellement sur leurs effecteurs respectifs (ex. les cyclases, phospholipases ou canaux ioniques). Ce mécanisme de dissociation est souvent accompagné d’un mécanisme de désensibilisation du récepteur par l’action de kinases qui phosphorylent le RCPG le rendant inactif (Pour revue Drake et al., 2006). Ainsi, la stimulation des protéines G active différentes voies de signalisations. Il a également été montré que les protéines G agissent directement sur le cytosquelette en stimulant la polymérisation / dépolymérisation des microtubules participant ainsi au trafic intracellulaire (Schappi et al., 2014). Chez l’homme, les R-5-HT sont portés par quatorze gènes différents qui dérivent d’un même ancêtre commun (Barnes and Sharp, 1999). Les R-5-HT appartiennent à deux type de familles: les récepteurs/canaux ioniques 5-HT3, ayant affinité pour la 5-HT ; et les récepteurs métabotropiques, qui ont une forte affinité pour la 5-HT mais dont l’action est plus lente. Ces derniers sont classés en trois familles selon leur couplage. Les R-5-HT1 sont couplés à la protéine G i/G o ; les R-5-HT2 sont couplés à la protéine G q ; les R-5-HT4/6/7 sont couplés à la protéine Gs et le R-5-HT5 semble être couplé aux protéines G i0 et G q (Figure 6) (pour revue Bockaert et al., 2006).
Figure 6 Voies de signalisation associées aux récepteurs sérotoninergiques Les R-5-HT1 sont couplés à la protéine G i/G o ; les R-5-HT2 à la protéine G q ; les R-5-HT4/6/7 à la protéines Gs et le R-5-HT5 semble être couplé aux protéines G i0 et G q (Bockaert et al., 2006)
Les R-5-HT1A et 5-HT1B
Les R-5-HT1A/B sont considérés comme des autorécepteurs négatifs car ils sont exprimés par les neurones sérotoninergiques et diminuent leur activité via leur couplage aux voies G i/G o/G 13. Les R-5-HT1B sont retrouvés dans les axones et les R-5-HT1A au niveau somatodendritique dans le DRN et le MRN (Sotelo et al., 1990; Riad et al., 2000).
Les hétérorécepteurs 5-HT1A sont retrouvés principalement au niveau dendritique dans les structures limbiques (septum latéral, gyrus denté, cortex frontal et enthorinal) et faiblement dans le cervelet, le noyau caudé / putamen et la substance noire (Hamon et al., 1990; Pompeiano et al., 1992; Burnet et al., 1995; de Almeida and Mengod, 2008). De façon surprenante, il a été montré que le couplage des R-5-HT1A à ces différentes protéines G varie en fonction des structures dans lesquelles il est exprimé. En effet, dans le CPF le R-5-HT1A est couplé autant à la protéine G o que G 13; dans l’hippocampe, il est majoritairement couplé à la protéine G o; et seulement à la protéine G 13 dans les noyaux antérieurs du raphé (Cour et al., 2006). L’activation des R-5-HT1A inhibe la voie de l’AC (Lanfumey and Hamon, 2000) et active, avec une plus faible efficacité, la PLC (Raymond et al., 2001) ainsi que l’ouverture des canaux potassiques de rectification entrante GIRK favorisant ainsi l’hyperpolarisation des neurones (Colino and Halliwell, 1987; Penington et al., 1992; Bayliss et al., 1997; Montalbano et al., 2015). Leur activation induit aussi la fermeture des canaux calciques de type T (Penington and Kelly, 1990; Penington et al., 1992). L’activation des R-5-HT1A module différemment la voie des MAPK ou ERK selon les tissus. En effet, dans l’hippocampe la stimulation du R-5-HT1A diminue la phosphorylation de ERK, ce qui n’est pas le cas dans le cortex (Chen et al., 2002; Sullivan et al., 2005) (Figure 7). Enfin, la stimulation des R-5-HT1A diminue l’expression et la fonction des récepteurs glutamatergiques NMDA dans les dendrites en diminuant la polymérisation des microtubules (Yuen et al., 2005).
Les R-5-HT1B dont la structure a été cristallisée en 2013 (Wacker et al., 2013; Wang et al., 2013) sont exprimés au niveau des terminaisons synaptiques dans les neurones sérotoninergiques (Riad et al., 2000), dans les neurones dopaminergiques, glutamatergiques et GABAergiques où ils exercent leur action inhibitrice sur l’activité neuronale (Pazos and Palacios, 1985; Voigt et al., 1991; Riad et al., 2000). Ces récepteurs sont couplés aux protéines G i/G o induisant l’inhibition de l’adénylate cyclase (AC), l’ouverture des canaux GIRK, la fermeture des canaux calcique de type T/L et ainsi l’activité des neurones (Ghavami et al., 1997; Le Grand et al., 1998; Lin et al., 2002) (Figure 7).
Figure 7 Voies de signalisation des récepteurs 5-HT1. Les R-5-HT1 sont couplés négativement à la voie AC / PKA / AMPc par l’intermédiaire des protéines Gαi/o. Leur activation diminue la libération de neuromodulateurs par les neurones en augmentant les courants sortants potassiques+ et en diminuant les courants entrants calciques+. La stimulation du R-5-HT1A régule également la phosphorylation de ERK.
Les R-5-HT2A/2C
Les gènes codant pour les différents types de R-5-HT2 sont relativement similaires bien que le HTR2C (R-5-HT2C) possède un intron supplémentaire et subit une édition de son mRNA. Les épissages alternatifs des transcrits codant pour les R-5-HT2 ne semblent pas produire d’isoformes fonctionnels de ces récepteurs (pour revue Wirth et al., 2016). Les R-5-HT2 partagent 46 à 50% d’homologie de séquence et sont couplés à la protéine G q/11. Leur stimulation active la voie de la PLC, induisant l’hydrolyse du phosphatidylinositol (PIP2) en inositol triphosphate (IP3) et diacylglycérol (DAG) (Conn and Sanders-Bush, 1984). L’IP3 sert de second messager pour induire la libération des stocks intracellulaires de calcium tandis que le DAG va activer la PKC. Les R-5-HT2 activent également la voie de la phospholipase A2 (PLA2) provoquant la libération d’acide arachidonique par son couplage à la protéine G 13. La voie des MAP kinase ERK1/2 peut aussi être activée par la stimulation des R-5-HT2 (Kurrasch-Orbaugh et al., 2003). Enfin la stimulation des R-5-HT2A active l’ouverture des canaux calciques voltage dépendant Cav1.2 et la stimulation des R-5-HT2C provoque la fermeture des canaux GIRK ou Kv (Day et al., 2002; Speake et al., 2004; Blomeley and Bracci, 2009) (Figure 8).
Figure 8 Voies de signalisation des récepteurs 5-HT2. La stimulation des R-5-HT2 induit plusieurs voies de signalisation (PLC / DAG / PKC / Ca2 +) via la protéine Gαq. Les R-5-HT2 induisent aussi la phosphorylation de la kinase ERK.
Les R-5-HT2A et 5-HT2C partagent de nombreuses propriétés et sont tous deux liés avec la protéine PSD-95 qui module leur maintien au niveau des épines dendritiques (Xia et al., 2003a, 2003b). L’association de PSD-95 avec le R-5-HT2A favorise son maintien à la membrane tandis que l’association avec le R-5-HT2C promeut son internalisation. Le maintien des R-5-HT2C se fait par le biais de la protéine de pontage MPP3 (Gavarini et al., 2006; Jones et al., 2009).
Les R-5-HT2A sont fortement exprimés au niveau cortical (néocortex, cortex enthorinal et piriforme), tubercule olfactif, le gyrus denté, et la corne ventrale de la moelle épinière (Pazos et al., 1985; Pompeiano et al., 1994; López-Giménez et al., 1997). Les R-5-HT2A sont exprimés au niveau somatodendritique dans de nombreuses structures limbiques et corticales dans les neurones GABAergiques et glutamatergiques (De Almeida and Mengod, 2007; Weber and Andrade, 2010).
Les R-5-HT2A sont associés aux protéines de type calmodulines dépendantes du calcium (CaM) via leur extrémité C-terminale dont le site de liaison est superposé au site de phosphorylation de la PKC permettant ainsi une régulation fine. En effet, la phosphorylation de l’extrémité C-terminale des R-5-HT2A favorise son internalisation; tandis que la liaison de la calmoduline empêche cette phosphorylation et permet ainsi son maintien à la membrane (Turner and Raymond, 2005). Les R-5-HT2A sont retrouvés dans des radeaux lipidiques complexes contenant entre autres des cavéoline1 ce qui faciliterait l’interaction du récepteur avec la protéine G q (Bhatnagar et al., 2004). Le R-5-HT2C est fortement exprimé dans le plexus choroïde , où il joue un rôle dans la régulation de la production de fluide cérébro-médullaire (Sanders-Bush and Breeding, 1988). Des niveaux plus faibles de R-5-HT2C sont observés dans les zones corticales (noyau olfactif, cortex piriforme, cortex cingulaire), le système limbique (Nac, hippocampe et amygdale), les ganglions de la base (noyau caudé et substance noire) et plusieurs noyaux du tronc cérébral ainsi que dans la moelle épinière (López-Giménez et al., 1997; Pompeiano et al., 1994).
L’ARN messager des R-5-HT2C est sujet à des éditions « editing » engendrant la substitution de certains nucléotides (C en U ou A en I) changeant ainsi certains acides aminés. Cet effet peut affecter la structure de la protéine et sa fonction (Gurevich et al., 2002; Kawahara et al., 2008). Concernant l’ARN messager des R-5-HT2C, ce sont des substitutions de type A/I qui ont été observées. Cette édition induit la formation de 24 isoformes différents chez la souris (Fitzgerald et al., 1999; Kawahara et al., 2008), influençant les propriétés du récepteur, notamment sa cinétique d’internalisation et son activité intrinsèque (Porter et al., 2001). Ce processus est tissu-dépendant, c’est pour cela que l’on ne retrouve que 7 isoformes dans le cerveau chez le rat et 23 chez l’homme. Pour certains isoformes du R-5-HT2C, les récepteurs sont directement liés à la -arrestine, induisant son internalisation (Marion et al., 2004). Au vu des phénotypes des souris invalidées pour le gène codant 5-HT2C, il semble que ce récepteur soit impliqué dans la prise alimentaire, la régulation de l’humeur et de l’anxiété et dans la récompense.
Les autres R-5-HT
Le R-5-HT3 est le seul sous type des R-5-HT étant un canal ionique, il est perméable au sodium, potassium et au calcium et est composé de quatre domaines transmembranaires et une extrémité N-terminale extracellulaire. Ce récepteur est localisé dans les terminaisons axonales, les corps cellulaires et les épines dendritique où il participe aux réponses excitatrice rapides ainsi que dans les interneurones (Emerit et al., 2016; Yakel and Jackson, 1988). Il a été montré que le R-5-HT3 est exprimé dans le système limbique, l’hippocampe, l’amygdale et au niveau cortical (pour revue Lummis, 2012). La stimulation des R-5-HT3 permet l’activation de la nNOS, provoquant des courants chlore sortants, dépendants du GMP cyclique. La stimulation des R-5-HT3 induit la libération de glutamate dans la médulla oblongata (cerveau médian) (Ashworth-Preece et al., 1995). De même, les R-5-HT3 sont exprimés par les interneurones de l’amygdale basolatérale (BLA) où ils facilitent la libération de GABA par ces neurones (Koyama et al., 2002), suggérant un rôle pro-nociceptif (Suzuki et al., 2004).
Les R-5-HT4 sont majoritairement exprimés dans le système limbique (amygdale, Nac et hypothalamus) et dans l’hippocampe (pour revue Bockaert and Dumuis, 1998; Bockaert et al., 2004). Leur couplage aux protéines G stimule l’activité de l’AC et donc la production d’AMPc. Ce couplage stimule l’ouverture de canaux calciques et la fermeture de canaux potassiques, contribuant ainsi à l’excitabilité des neurones (Lucas and Debonnel, 2002).
Peu de choses sont connues à propos des R-5-HT5, ils semblent être exprimés dans les neurones et les astrocytes (Nelson, 2004). Les R-5-HT5 modulent les concentrations calciques via les récepteurs ryanodine et leur activation induit l’ouverture des canaux potassiques de rectification entrante GIRK. Les R-5-HT5 sont exprimés dans les neurones du cortex, l’hippocampe, du cervelet et l’habénula (Matthes et al., 1993). Enfin, ces récepteurs joueraient un rôle dans les processus circadiens de veille/éveil (pour revue Thomas, 2006).
Les R-5-HT6 sont exprimés dans différentes structures limbiques et corticales dans le soma ou les terminaisons axonales (Ruat et al., 1993; Gérard et al., 1996). Ils sont associés à de nombreuses voies de signalisation telle que la voie de l’AC, la voie Fyn qui régule les canaux potassique, la voie ERK1/2, la voie Jun et la voie mTOR impliquées dans le développement neuronal (Marcos et al., 2010) . Ce récepteur module la libération de plusieurs neuromédiateurs et participent à de nombreux processus physiologiques qui, en cas de dérégulation, peuvent être associés à certaines pathologies dégénératives et/ou psychiatriques comme Alzheimer par exemple. Les agonistes/antagonistes des R-5-HT6 les ont récemment proposés comme cibles thérapeutiques et les résultats semblent être très prometteurs dans des études précliniques (pour revue Karila et al., 2015).
Les R-5-HT7 sont localisés au niveau somatique et extrasynaptique, majoritairement dans des interneurones GABAergiques, dans des structures telles que l’hypothalamus, le thalamus, le cortex et l’hippocampe. Ces récepteurs jouent un rôle dans la plasticité synaptique en modifiant la morphologie des épines dendritiques via leur couplage à la protéine G s, activant les voies ERK et Ras-MEK (Norum et al., 2003, 2005; Kvachnina et al., 2005).
Oligomérisation
Les RCPGs forment des oligomères par l’association de deux ou plusieurs récepteurs, que l’on appelle protomères et l’association de deux protomères forme un dimère ; lorsque les récepteurs sont de différents types on parle alors d’hétérodimères et d’homodimères quand ils sont identiques. Ces dimérisations affectent la signalisation du ou des récepteurs impliqués (pour revue Borroto-Escuela et al., 2017). La moitié des R-5-HT forment des homodimères et/ou des hétérodimères avec d’autres R-5-HT ou d’autres systèmes de neurotransmission. Ces mécanismes semblent donc importants dans la régulation de la transmission sérotoninergique par la modulation des propriétés des R-5-HT (pour revue Herrick-Davis, 2013). La dimérisation des R-5-HT2 a fait l’objet d’un article publié en Mars 2017 dans The Journal of Biological Chemistry présenté en Annexe 1.
Homodimères
La formation d’homodimères des R-5-HT a d’abord été mise en évidence pour les R-5-HT1B et 5-HT1D in vitro (Halazy et al., 1996; Xie et al., 1999). Par la suite plusieurs études ont montré que les R-5-HT1A/1B/2A/2B/2C/4/7 forment des homodimères fonctionnels (Xie et al., 1999; Salim et al., 2002; Herrick-Davis et al., 2004; Berthouze et al., 2005; Kobe et al., 2008; Mancia et al., 2008; Brea et al., 2009; Woehler et al., 2009; Teitler et al., 2010; Paila et al., 2011; Pellissier et al., 2011; Moutkine et al., 2017). Ce processus a été démontré comme étant physiologique et faisant partie du processus de maturation dans le réticulum endoplasmique (Figure 9).
Hétérodimères
Les R-5-HT1A forment des hétérodimères avec les récepteurs µ-opioïdes (Cussac et al., 2012), les récepteurs de l’adénosine A2A (Łukasiewicz et al., 2007), les récepteurs GABAB (Salim et al., 2002). Les R-5-HT1A forment aussi des oligomères avec les isorécepteurs de la Galanine 1 et 2, induisant des régulations allostériques de chacun des protomères et affectant par conséquent les voies de signalisation associées (Fuxe et al., 2012a) ( Figure 9).
Les R-5-HT1B et les R-5-HT1D sont aussi capable de se dimériser in vitro (Xie et al., 1999) et cette association augmenterait l’affinité des récepteurs 5-HT1D pour la 5-HT (Halazy et al., 1996) ( Figure 9).
Les R-5-HT1A et les R-5-HT7 sont capables de former des hétérodimères in vivo et in vitro. Les hétérodimères des R-5-HT1A et R5-HT7 régulent l’activité des canaux GIRK dans des lignées cellulaires et dans les neurones de l’hippocampe (Renner et al., 2012). L’hétérodimerisation diminue le couplage des R-5-HT1A avec la protéine Gαi et diminue l’activité des GIRK, indiquant un rôle inhibiteur du protomère 5-HT7 (Renner et al., 2012) ( Figure 9).
Les R-5-HT2A et les récepteurs métabotropiques glutamatergiques mGlur2 forment des hétérodimères (González-Maeso et al., 2008; Moreno et al., 2011). Cette dimérisation est absente chez les animaux dépourvus de mGlur2 et on constate une suppression des effets psychoactifs du DOI qui sont dépendants du R-5-HT2A (Moreno et al., 2012). La dimérisation des R-5-HT2A avec le récepteur mGlur2 entraine une augmentation du nombre de sites de liaison des R-5-HT2A et une diminution des sites de mGlur2, bien que leur expression totale ne soit pas affectée. Ce qui signifie que les dimères sont exprimés en surface mais que les R-5-HT2A sont plus disponibles ou « stimulables » que ceux des mGlur2 ce qui favorise la signalisation des R-5-HT2A au détriment des mGlur2 (Baki et al., 2016). Les R-5-HT2A forment aussi des dimères avec les récepteurs dopaminergiques D2 (Albizu et al., 2011; Łukasiewicz et al., 2011). Cette dimérisation est cruciale car elle augmente l’affinité des R-5-HT2A pour le DOI et diminue le couplage du R-5-HT2A pour la voie de la PLC probablement par des modulations allostériques (Albizu et al., 2011) ( Figure 9). Certains isoformes des R-5-HT2C sont capables de se dimériser avec les récepteurs de la ghréline GHS-R1a. Ces deux RCPGs participent individuellement à la régulation de la prise alimentaire. Cette dimérisation diminue l’expression membranaire du GHS-R1a et donc les voies de signalisation qui lui sont associées, proposant ainsi une nouvelle forme de régulation des récepteurs de la ghréline dans ce processus (Schellekens et al., 2013) ( Figure 9).
Les sous-types de R-5-HT2 forment des homodimères (5-HT2A/2A, 5-HT2B/2C, mais pas 5-HT2B/2B) et des hétérodimères (5-HT2A/2B, 5-HT2A/2c, 5-HT2B/2C) fonctionnels. La présence du protomère 5-HT2C masque le site de liaison des R-5-HT2A ou des R-5-HT2B. Au niveau fonctionnel cette dimérisation va promouvoir la signalisation du R-5-HT2C au détriment de celle des R-5-HT2A ou des R-5-HT2B in vitro et in vivo. Ceci ouvre de nouvelles perspectives dans la compréhension du fonctionnement des R-5-HT2 notamment dans les structures exprimant un ou plusieurs sous-types de R-5-HT2 (Moutkine et al., 2017) (Annexe 1) ( Figure 9).
Table des matières
INTRODUCTION
I. Le système sérotoninergique
A. Généralités
1. Découverte de la sérotonine
2. Métabolisme de la sérotonine
3. Organisation des neurones sérotoninergiques
B. Acteurs de la transmission sérotoninergique
1. Le transporteur de la sérotonine SERT
i. Distribution
ii. Régulations
2. Les récepteurs sérotoninergiques
i. Les R-5-HT1A et 5-HT1B
ii. Les R-5-HT2A/2C
iii. Les autres R-5-HT
iv. Oligomérisation
Homodimères
Hétérodimères
C. Protéines associées aux récepteurs sérotoninergiques
1. Protéines PDZ
2. Protéines PDZ associées aux R-5-HT
3. Autres protéines (GRK-b-arrestine, canaux ioniques, Yif, CAM)
4. CIPP
II. Le récepteur 5-HT2B
A. Généralités
B. Caractérisation fonctionnelle des mutants du récepteur 5-HT2B
1. Contribution de l’extrémité C-terminale
i. Gain de fonction du mutant R393X
ii. Perte de fonction du mutant R388W
2. Contribution de l’extrémité N-terminale
i. Phénotype du polymorphisme R6G ; E42G
C. Interactions du récepteur 5-HT2B
1. Les récepteurs 5-HT1B et 5-HT2B
2. Modulation de SERT par le couplage 5-HT2B / NOS
D. Fonctions physiologiques et pathologiques du R-5-HT2B
1. Au niveau périphérique
2. Au niveau central
3. Contribution du récepteur 5-HT2B dans les pathologies psychiatriques
i. Prise alimentaire
ii. Impulsivité
iii. Schizophrénie
iv. Vulnérabilité aux drogues d’abus
– Cocaïne
– Ecstasy ou MDMA (3,4-methylenedioxymethamphetamine)
v. Dépression- Inhibiteurs sélectifs de la recapture de la sérotonine (ISRSs)
III. Transmission sérotoninergique
A. Mode de neurotransmission
B. Libération de la sérotonine
1. Libération synaptique de sérotonine
2. Libération extrasynaptique de sérotonine
i. Somatodendritique
ii. Dendritique
C. Modulation de la transmission sérotoninergique
1. Hétéro-régulation
i. Par les neurones glutamatergiques et GABAergiques
ii. Co-libération de glutamate
iii. Régulation par les R-5-HT1A et 5-HT2
2. Autorégulation par les R-5-HT1 et les R-5-HT2
OBJECTIFS DE L’ETUDE
RESULTATS
1. LE RECEPTEUR 5-HT2B : UN MODULATEUR POSITIF DE L’ACTIVITE DES NEURONES SEROTONINERGIQUES
A. Caractérisation des animaux 5-HT2B
5-HTKO
B. Le R-5-HT2B participe à l’activité des neurones sérotoninergiques
C. Dualité fonctionnelle des R-5-HT1A et des R-5-HT2B
D. Conclusion
E. Contribution personnelle
Title. Positive regulation of raphe serotonin neurons by serotonin 2B receptors.
2. INTERACTION DU RECEPTEUR 5-HT2B AVEC LA PROTEINE DE CIPP
A. Identification des protéines PDZ associées au R-5-HT2B dans le cerveau
B. Impact fonctionnel de l’interaction du R-5-HT2B avec CIPP sur la voie de la PLC
C. Distribution subcellulaire du R-5-HT2B et de CIPP
D. Impact fonctionnel de l’interaction du R-5-HT2B avec CIPP sur la voie de la signalisation calcique
E. Impact de la stimulation du R-5-HT2B sur la morphologie des épines dendritiques
F. Impact du R-5-HT2B et de CIPP sur la distribution des R-NMDA
G. Conclusion
H. Contribution personnelle
Title. CIPP scaffold protein interacts with the C-terminus of 5-HT2B receptors to promote NMDA
receptor clustering
DISCUSSION
1. PARTICIPATION DES R-5-HT2B DANS L’ACTIVITE DES NEURONES SEROTONINERGIQUES
A. Contexte
B. Discussion
1. Le R-5-HT2B : un autorécepteur positif des neurones sérotoninergiques ?
2. Les R-5-HT2B exprimés par les neurones sérotoninergiques sont nécessaires aux effets du
MDMA et des ISRSs.
3. Le R-5-HT2B : un acteur de la transmission sérotoninergique ?
2. INTERACTION DU R-5-HT2B AVEC LA PROTEINE CIPP
A. Contexte
B. Discussion
1. Distribution subcellulaire du R-5-HT2B
2. Impact de la co-expression sur la fonction du R-5-HT2B : CIPP protéine de pontage
3. Le complexe R-5-HT2B/CIPP : implication dans la morphologie des épines dendritiques ?
4. CIPP/ R-NMDA/ R-5-HT2B : un complexe protéique fonctionnel ?
PERSPECTIVES
1. TRAFIC INTRACELLULAIRE DU R-5-HT2B
2. DUALITE R-5-HT1A ET R-5-HT2B
3. CONTRIBUTION DU R-5-HT2B DANS LA LIBERATION DE 5-HT
ANNEXES
1. IMPACT FONCTIONNEL DE LA DIMERISATION DES RECEPTEURS 5-HT2
A. Oligomérisation des R-5-HT2
B. Impact fonctionnel de la dimérisation des R-5-HT2 in vitro
C. Impact fonctionnel de la dimérisation des R-5-HT2 in vitro
D. Conclusion
E. Contribution personnelle
2. LE RECEPTEUR 5-HT2B DANS LES EFFETS PSYCHOACTIFS DE LA COCAÏNE
A. Expression du R-5-HT2B par les neurones dopaminergiques
B. Impact de la délétion du R-5-HT2B sur les effets psychoactifs de la cocaïne
C. Contribution du R-5-HT2B dans la transmission dopaminergique
D. Conclusion
E. Contribution personnelle
Title: Serotonin 2B receptors in mesoaccumbens dopamine pathway regulate cocaine responses
BIBLIOGRAPHIE
