Caractérisation biochimique d’une activité laccase dans l’hémolymphe de la palourde japonaise Venerupis philippinarum et de l’ormeau européen Haliotis tuberculata

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Site actif des POs

L’enzyme se fixe à son substrat, grâce à son site actif qui est une entité tridimensionnelle, occupant généralement, une part relativement faible du volume total de l’enzyme. Une fois le complexe enzyme-substrat formé, les liaisons qui le maintiennent sont relativement faibles car ce sont la complémentarité des formes tridimensionnelles et le caractère directionnel des liaisons formées qui contribuent au haut degré de spécificité entre une enzyme et un substrat. Les différentes études portant sur le site actif des POs différencient le site actif des laccases, d’une part, du site actif des tyrosinases et catéchol oxydases, d’autre part.
ü Les laccases contiennent généralement 4 ions cuivre. Un premier centre cuivre de type I est lié à deux résidus histidines et au soufre d’un résidu cystéine, ce qui explique la couleur bleue de la protéine (Skálova et al., 2009). Les trois autres ions cuivre forment un groupement cuivre trinucléaire composé d’un ion cuivre de type II et de deux ions cuivre de type III (Yoon et al., 2007). L’activité catalytique du site actif commence par l’oxydation du substrat au niveau du cuivre de type I : 4 molécules de substrat sont oxydées et produisent 4 électrons qui sont ensuite transférés vers le groupement cuivre trinucléaire où une molécule de dioxygène est réduite en eau pour achever le cycle catalytique (Lee et al., 2002).
Figure 3. Laccase de Streptomyces coelicolor. (a) Vue générale tridimensionnelle d’un trimère de laccase de S. coelicolor. Chacune des 3 chaînes sont des unités actives composées d’un ion cuivre de type I et de trois ions cuivre de type II regroupés dans un groupement trinucléaire. Les terminaisons N et C de la chaîne A ont été notées sur la figure. Les 12 ions cuivre sont représentés en violet. (b) Groupement cuivre trinucléaire : les trois ions cuivres (Cu1, Cu2 et Cu3), en marrons, sont représentés liés à leurs résidus histidines (d’après Skálova et al., 2009).
ü Les tyrosinases et les catéchol oxydases possèdent des sites actifs extrêmement proches au niveau structural. Les deux enzymes font partie de la famille des protéines à cuivre de type III, c’est-à-dire composées de deux atomes de cuivre (Cu1 et Cu2), pontés par de l’oxygène, chacun coordonné par trois résidus histidines. Le mécanisme réactionnel a été étudié et décrit pour les tyrosinases par Matoba et collaborateurs (2006). Dans un premier temps, un ion peroxyde vient former un pont avec les deux atomes de cuivre du site actif pour donner la forme oxydée de l’enzyme. Le groupement hydroxyle du substrat monophénolique perd alors un proton, ce qui va causer la liaison de l’oxygène déprotonisé du monophénol avec l’atome de cuivre Cu2 de l’enzyme. Un carbone ortho du substrat est alors proche de l’ion peroxyde. Un des 2 atomes d’oxygène de l’ion peroxyde va alors venir se fixer au carbone ortho du substrat monophénolique. La réaction monooxygénase se trouve accélérée par la formation d’un intermédiaire stable dans lequel un atome d’oxygène du diphénol nouvellement formé (à partir du monophénol) se lie à l’atome de cuivre Cu1. Pour atteindre cet état intermédiaire, le résidu histidine His54 doit être libéré de sa position initiale sur l’atome de cuivre Cu1. Dans le même temps, ce résidu His54 peut agir comme une base catalytique pour la déprotonation du substrat. L’intermédiaire ainsi formé facilite le transfert des électrons et conduit à la formation de la forme désoxygénée de l’enzyme et de la quinone (Figure 4).
Figure 4. Mécanisme catalytique de la tyrosinase. La forme « oxy » de la tyrosinase catalyse la conversion d’un monophénol en quinone via la formation d’un ortho-diphénol. Les formes « met » et « oxy » de la tyrosinase peuvent catalyser la transformation d’orthodiphénols en quinones correspondants. Cette réaction s’opère de manière similaire à celle des catéchol oxydases (d’après Matoba et al., 2006).
L’orientation des groupements hydroxyles des substrats phénoliques vers le cuivre CuA semble nécessaire à la réaction d’hydroxylation. Si ce cuivre n’est pas accessible, comme c’est le cas dans les catéchol oxydases, par rapport aux tyrosinases, cette voie n’est plus accessible. Les substrats peuvent toujours se fixer au niveau du cuivre CuB mais plus au niveau du second atome de cuivre, ce qui expliquerait pourquoi les catéchol oxydases peuvent oxyder les o-diphénols mais pas les monophénols contrairement aux tyrosinases (Eicken et al., 1999). Bien que la structure du site actif de cette sous-classe ait été moins étudiée que les deux précédentes, il semblerait que l’inaccessibilité du cuivre CuA soit en partie dûe à une distance plus faible entre les atomes de cuivre par rapport aux tyrosinases (Rompel et al., 1995).

Activités POs

Activation des POs

L’oxydation des différents types de composés phénoliques et non phénoliques n’est possible que lorsque les POs sont sous leur forme active. Le mécanisme complexe d’activation du zymogène (ou proenzyme) et de régulation spatio-temporelle de l’activité PO au sein de l’organisme a été étudié principalement chez différentes espèces d’arthropodes. La cascade d’activation des prophénoloxydases (proPOs) en POs actives est déclenchée par différents facteurs, notamment l’entrée dans l’organisme d’un corps étranger. En effet, les produits microbiens tels que des motifs moléculaires associés à des pathogènes (Pathogen Associated Molecular Patterns : PAMPs) vont, une fois présents dans l’organisme, déclencher l’activation de la proPO. Ces PAMPs peuvent être des peptidoglycanes formant les parois bactériennes, des lipopolysaccharides bactériens ou encore des β-1,3-glucanes d’origine fongique (Cerenius et al., 2008). Une lésion des tissus de l’organisme par une action mécanique ou par l’action d’enzymes issues d’un organisme pathogène va également déclencher la cascade d’activation de la proPO (Galko & Krasnow, 2004). Les différentes molécules pénétrant dans l’organisme vont, dans un premier temps, être reconnues comme faisant partie du non-soi et entraîner la libération du zymogène de la PO des cellules hémolymphatiques où elles sont stockées, vers le milieu extracellulaire par exocytose (Johansson & Söderhall, 1985). Cette reconnaissance conduira, dans les heures qui suivent, à la production de peptides antimicrobiens ce qui va activer, non pas la proPO directement, mais le système d’activation de la proPO (proPO-Activating System : proPO-AS) et particulièrement les enzymes d’activation de la prophénoloxydase (prophenoloxidase activating enzyme : ppA). Ces enzymes, initialement sous leur forme inactive, proppA, dans la fraction acellulaire des fluides, vont être activées par une cascade de protéases à sérine et ce n’est qu’une fois activées que ces enzymes du proPO-AS vont agir sur la proPO pour la rendre active par clivage protéolytique (Kanost et al., 2001 ; Jiravanichpaisal et al., 2006 ; Cerenius et al., 2010). Chez l’écrevisse, Pacifastacus leniusculus, la production de ces ppA peut être inhibée par une pacifastine, une molécule inhibitrice de protéases (Liang et al., 1997 ; Cerenius et al., 2008). Toutefois, ces protéines n’ont, à ce jour, été trouvées que chez les arthropodes. L’activation de la PO est donc soumise à différents mécanismes de contrôle dont le premier réside dans la reconnaissance spécifique des particules du non-soi par les molécules de reconnaissance de motif (Pattern Recognition Protein : PRPs). Les enzymes du proPO-AS étant activées par une cascade de protéases à sérines, les inhibiteurs de protéases constituent également un élément majeur de la régulation de l’activité PO (Simonet et al., 2002 ; Jiravanichpaisal et al., 2006). Parmi ces inhibiteurs de protéases à sérine, différentes serpines ont été identifiées chez plusieurs espèces comme participant activement à l’inhibition de l’activation de la PO (De Gregorio et al., 2002 ; Zhu et al., 2003 ; Kanost et al., 2004 ; Nappi et al., 2005). Différents composés d’origine bactérienne ont également été identifiés comme des inhibiteurs de l’activation de la PO (Liang et al., 1997 ; Cerenius & Söderhall, 2004 ; Eleftherianos et al., 2007). Un autre moyen de contrôler l’activité PO est la présence d’inhibiteurs, non pas des enzymes du proPO-AS mais des PO en elles-mêmes. A partir des différentes études portant sur le système PO, principalement chez les insectes et les crustacés, un schéma de synthèse a pu être élaboré de l’entrée d’un corps étranger à la synthèse de la mélanine (Figure 5).
Figure 5. Schéma de synthèse du système PO depuis l’entrée d’un corps étranger jusqu’à la formation de la mélanine. Schéma principalement conçu à partir des connaissances acquises chez les insectes et les crustacés (Johansson et Söderhäll, 1985 ; Sugumaran, 1991 ; Wilczek & Mishima, 1995 ; Riley, 1997 ; Liang et al., 1997 ; Söderhäll et Cerenius, 1998 ; Kanost et al., 2001 ; Simonet et al., 2002 ; De Gregorio et al., 2002 ; Zhu et al., 2003 ; Kanost et al., 2004 ; Nappi et al., 2005 ; Christensen et al., 2005 ; Kim & Uyama, 2005 ; Jiravanichpaisal et al., 2006 ; Liu et al., 2007 ; Cerenius et al., 2008, 2010 ; Roulin et al., 2011). Les différents mécanismes de rétrocontrôles ne sont pas représentés sur le schéma.

POs et péroxinectines

Il a été démontré chez les crustacés que l’action de la ppA, enzyme appartenant au proPO-AS, ne se répercute pas uniquement sur la proPO mais aussi sur la péroxynectine (PXN). Cette enzyme, qui agit comme un facteur d’activation de dégranulation et d’encapsulation, présente des activités de péroxydase, d’adhésion cellulaire et d’opsonisation (Johansson & Söderhall, 1989 ; Johansson et al., 1995 ; Jiravanichpaisal et al., 2006). Stockée dans les hémocytes sous forme inactive (proPXN), elle va être libérée dans le milieu extracellulaire dès lors qu’un corps étranger sera détecté par les protéines de reconnaissance (PRPs). C’est ensuite la ppA qui va transformer le zymogène en sa forme active (Cerenius et al., 2008), laquelle va alors favoriser l’opsonisation, la phagocytose ou l’encapsulation du corps étranger et donc son élimination. L’activité inhibitrice des pacifastines sur la ppA a un impact direct sur l’activité de la PXN puisque l’inactivation des pacifastines peut entraîner d’une part, une augmentation de l’activation de la proPO, donc de l’activité PO, et d’autre part, une augmentation de l’activité PXN, donc de l’élimination de l’organisme pathogène (Liu et al., 2007). Par ailleurs, la PXN est associée à une superoxyde dismutase (SOD) et à une intégrine (Johansson et al., 1999 ; Cerenius et al., 2008). Aussi, la péroxinectine pourrait, à partir du péroxyde d’hydrogène résultant de l’activité SOD, produire de l’acide hypohalique fonctionnant alors comme un système microbicide luttant contre l’invasion de microorganismes (Sritunyalucksana et al., 2001 ; Jiravanichpaisal et al., 2006).

Les produits de réaction des POs

L’oxydation des différents substrats des 3 sous-classes de POs va aboutir à la formation d’o-diphénols ou d’o-quinones pour les tyrosinases, d’o-quinones ou de p-quinones pour les laccases, et d’o-quinones pour les catéchol oxydases. Les connaissances sur le devenir de ces composés et les mécanismes de mélanisation qui en découlent sont principalement issues d’études portant sur les insectes (Christensen et al., 2005). L’oxydation des composés phénoliques par les POs va aboutir à la formation de dopa (activité monophénoloxydase) puis de dopaquinones (activité diphénoloxydase). En présence de cystéine (et plus largement de composés thiols), les dopaquinones vont être transformés en cystéinyldopa qui vont à leur tour subir une oxydation puis une polymérisation. Le composé alors obtenu est la phéomélanine, composé de couleur jaune à rouge. C’est l’un des deux constituants de la mélanine (Roulin et al., 2011). En l’absence de composés thiols, la dopaquinone peut subir une cyclisation intramoléculaire non-enzymatique et être alors transformée en leucodopachrome qui peut lui-même être oxydé en acide indole-5,6-quinone-carboxylique. Le leucodopachrome peut également, parallèlement à la transformation de dopaquinone en dopa, être transformé en dopachrome. Ce dopachrome peut alors subir l’action d’une dopa décarboxylase et être transformé en 5,6-dihydroxyindole (DHI) puis en indole-5,6-quinone via l’action d’une enzyme, la Tyrosinase Related Protein (TRP). Le dopachrome peut également subir l’action d’une dopachrome tautomérase et être transformé en acide 5,6-dihydroxyindole-2-carboxylique (DHICA). Ainsi, trois molécules peuvent être formées à partir du leucodopachrome : de l’indole-5,6-quinone, du DHICA et de l’acide indole-5,6-quinone-carboxylique. L’ensemble de ces 3 molécules constitue l’eumélanine dont la couleur varie du brun au noir. La composition de cette eumélanine sera directement influencée par le rapport DHICA/DHI, et donc par l’activité de la dopachrome tautomérase (Wilczek & Mishima, 1995). Ce qui est communément appelé mélanine est un mélange de phéomélanine et d’eumélanine (Roulin et al., 2011).

POs et hémocyanines

Les tyrosinases et les catéchol oxydases appartiennent à la famille des métalloprotéines contenant un site actif à deux atomes de cuivre. Au sein de cette famille se trouvent également les hémocyanines de mollusques et d’arthropodes (Decker & Tuczek, 2000). Alors que le rôle premier des tyrosinases et catéchol oxydases est la catalyse de composés phénoliques, le rôle principal des hémocyanines est de transporter l’oxygène au sein de l’organisme (Campello et al., 2008). Chez ces 3 types de protéines, l’oxygène se lie aux 2 atomes de cuivre formant le site actif, et chaque atome de cuivre est lié à 3 résidus histidine. Les hémocyanines transportent l’oxygène sans le transformer alors que les catéchol oxydases et les tyrosinases utilisent l’oxygène et le transforment afin de réaliser l’oxydation de substrats phénoliques (Decker & Terwilliger, 2000). Différentes études, au niveau spectroscopique, cristallographique et au niveau de l’alignement des séquences suggèrent que ces enzymes ont une histoire évolutive commune tant leurs sites actifs sont proches (Solomon et al., 1996 ; Eicken et al., 1999 ; Decker & Terwilliger, 2000). Une séquence a notamment été identifiée et retrouvée chez ces différentes protéines, dans les régions contenant les résidus histidine qui ont pour point commun, chez les hémocyanines et les POs, de participer à la fixation des atomes de cuivre au sein de la protéine (Van Holde et al., 2001). Chez les arthropodes, des séquences de tyrosinases ont été étudiées et se sont avérées proches des séquences d’hémocyanines bien qu’il s’agisse de gènes différents (Aspán et al., 1995 ; Fujimoto et al., 1995). Bien que les différences entre ces hémocyanines et ces deux sous classes de POs existent tant au niveau de la taille, des structures primaire, tertiaire et quaternaire que des fonctions physiologiques, les activités enzymatiques peuvent être similaires. En effet, plusieurs études mettent en avant une activité phénoloxydase des hémocyanines chez différentes espèces de mollusques et d’arthropodes (Beltramini et al., 1990 ; Decker & Rimke, 1998 ; Salvato et al., 1998 ; Decker & Jaenicke, 2004 ; Siddiqui et al., 2006 ; Guo et al., 2009 ; Ballarin et al., 2012 ; Idakieva et al., 2013). Cette activité PO-like des hémocyanines est particulièrement intéressante à étudier chez des espèces ne possédant pas de PO mais uniquement une activité PO issue des hémocyanines (Jaenicke et al., 2009). La complémentarité de ces deux types de protéines que sont les hémocyanines et les POs pourrait également avoir un intérêt chez des espèces ne possédant pas d’hémocyanines et plus largement pas de protéine transporteuse d’oxygène comme c’est le cas chez la palourde japonaise Venerupis philippinarum. En effet, chez les mollusques bivalves, seules les espèces appartenant à la sous-classe des protobranches possèdent des hémocyanines (Morse et al., 1986). Il ne faut pas non plus omettre le fait que certaines espèces de mollusques et d’annélides ne possèdent pas d’hémocyanines mais des hémoglobines comme c’est le cas chez Arenicola cristata, Scapharca inaequivalvis, Lumbricus terrestris, Anadora broughtonii ou encore A. satowi (Shlom & Vinogradov, 1973 ; Waxman, 1975 ; Petruzzelli et al., 1985).

Table des matières

Introduction générale
Chapitre 1: Etat de l’art
1. Les phénoloxydases : aspects biochimiques
1. 1. Classification des POs
1. 2. Site actif des POs
2. Activités POs
2. 1. Activation des POs
2. 2. POs et péroxinectines
2. 3. Les produits de réaction des POs
2. 4. POs et hémocyanines
3. POs et mélanisation
3. 1. Rôle de photoprotection
3. 2. Rôle Structural
3. 3. Rôle de chémoprotection
3. 4. Applications biotechnologiques
4. POs et système immunitaire des invertébrés
4. 1. Immunité humorale, immunité cellulaire
4. 2. Caractérisation biochimique des POs
4. 2. 1. Utilisation de substrats et d’inhibiteurs spécifiques
4. 2. 2. Conditions optimales d’activité
4. 2. 3. Purification des POs
4. 3. Activité PO et stress biotiques
4. 4. Activité PO et stress abiotiques
4. 4. 1. Température, pH, oxygène, salinité
4. 4. 2. Contaminants chimiques
4. 5. Effets couplés de stress biotiques et abiotiques
5. Modèle biologique : la palourde japonaise Venerupis philippinarum
5. 1. Classifications, origine et répartition de l’espèce
5. 1. 1. Classifications phylogénétique et taxonomique
5. 1. 2. Origine et répartition de l’espèce
5. 2. Biologie, anatomie et écologie de Venerupis philippinarum
5. 2. 1. Biologie de Venerupis philippinarum
5. 2. 2. Anatomie de l’espèce
5. 2. 3. Reproduction et cycle de vie
5. 3. La maladie de l’anneau brun
5. 3. 1. Historique de la maladie de l’anneau brun
5. 3. 2. L’agent pathogène : Vibrio tapetis
5. 3. 3. Développement de la maladie
5. 3. 4. La classification de la maladie de l’anneau brun
5. 3. 4. 1. Les stades de développement de la maladie de l’anneau brun
5. 3. 4. 2. Les stades de réparation coquillière
5. 3. 5. Réponses physiologique et immunitaire de V. philippinarum face à la MAB
5. 3. 5. 1. Réponse physiologique face à la MAB
5. 3. 5. 2. Réponse immunitaire face à la MAB
5. 3. 5. 2. 1. Dans l’hémolymphe
5. 3. 5. 2. 2. Dans les fluides extrapalléaux
5. 4. Conclusion
Chapitre 2 : Matériel et méthodes
1. Matériel biologique : origines et acclimatation
1. 1. Caractérisation biochimique de l’activité PO et étude in vitro de l’effet d’ECPs sur l’activité PO de V. philippinarum
1. 2. Etude de la réponse enzymatique à une exposition à Vibrio tapetis et à un challenge thermique chez V. philippinarum
1. 3. Recherche d’un cycle endogène au niveau des activités enzymatiques chez V. philippinarum
1. 4. Comparaison de la pathogénicité de deux souches de Vibrio tapetis sur des populations japonaises de V. philippinarum
1. 5. Caractérisation biochimique de l’activité PO chez H. tuberculata
2. Prélèvements des fluides et tissus
2. 1. Prélèvements des fluides chez V. philippinarum
2. 2. Prélèvement des tissus chez V. philippinarum
2. 3. Prélèvement de l’hémolymphe chez H. tuberculata
3. Dosage des protéines totales
4. Protocole optimisé de dosage de l’activité phénoloxydase
4. 1. Principe de la mesure
4. 2. Choix du tampon utilisé
4. 3. Composition du milieu réactionnel
4. 4. Calcul de l’activité volumique
5. Autres dosages enzymatiques
5. 1. Dosage de l’activité superoxyde dismutase
5. 2. Dosage de l’activité catalase
6. Substrats et inhibiteurs de l’activité phénoloxydase
6. 1. Substrats
6. 2. Calcul des constantes cinétiques
6. 3. Inhibiteurs
6. 3. 1. Maximum d’inhibition et IC50
6. 3. 2. Étude du type d’inhibition
7. Optimum thermique, thermostabilité et pH optimal
7. 1. Température optimale de l’activité phénoloxydase
7. 2. Thermostabilité de l’enzyme
7. 3. pH optimal de l’activité phénoloxydase
8. Purification partielle de la phénoloxydase
8. 1. Chromatographie d’exclusion stérique
8. 2. Chromatographie d’échange ionique
8. 3. Dosages post-chromatographie
9. Electrophorèse bidimensionnelle (selon Artigaud et al., 2013)
9. 1. Réhydratation des strips
9. 2. 1ère dimension
9. 3. Equilibration
9. 4. 2ème dimension
10. Diagnostic de la maladie de l’anneau brun
10. 1. Les stades de maladie
10. 2. Les stades de réparation coquillière
11. Souches bactériennes
11. 1. Mise en culture des différentes souches bactériennes utilisées
11. 2. Récupération des produits extracellulaires (Extra-Cellular Products : ECP) bactériens
12. Analyses statistiques
12. 1. PCNM (Principal Coordinates of Neighbour Matrices)
12. 2. Analyse des corrélations
12. 3. ANOVA Split-plot et Split-split-plot
12. 3. 1. Enzymatic activities associated with Vibrio tapetis infection in the manila clam, Venerupis philippinarum
12. 3. 2. Combined effect of temperature and virulence of two Vibrio tapetis strains on phenoloxidase and superoxide dismutase activities during disease development in the manila clam, Venerupis philippinarum
12. 4. Régression logistique
Chapitre 3 : Caractérisation biochimique d’une activité laccase dans l’hémolymphe de la palourde japonaise Venerupis philippinarum et de l’ormeau européen Haliotis tuberculata
1. Introduction
2. Caractérisation biochimique de l’activité PO dans l’hémolymphe de Venerupis philippinarum
Article 1. Laccase-like activity in the hemolymph of Venerupis philippinarum: characterization and kinetics properties
3. Purification partielle de la phénoloxydase de Venerupis philippinarum
3. 1. Chromatographie de filtration sur gel
3. 1. 1. Etalonnage de la colonne de SEPHACRYL S-100
3. 1. 2. Elution du sérum de palourde
3. 2. Chromatographie échangeuse d’ions
3. 3. Electrophorèse mono et bidimensionnelle et spectrométrie de masse
4. Caractérisation biochimique de l’activité PO dans l’hémolymphe d’Haliotis tuberculata
Article 2. Characterization of a laccase-like activity in the hemolymph of the abalone
Haliotis tuberculata
Chapitre 4 : Rôle de deux enzymes clé, la phénoloxydase et la superoxyde dismutase, dans la réponse immunitaire de la palourde japonaise, V. philippinarum, exposée à V. tapetis
1. Etude préliminaire : recherche d’un cycle endogène pour les activités PO et SOD chez la palourde japonaise
1. 1. Introduction
1. 2. Matériel et méthodes
1. 2. 1. Matériel biologique et acclimatation
1. 2. 2. Prélèvements et préparation des échantillons
1. 2. 3. Dosage des protéines
1. 2. 4. Dosages enzymatiques
1. 2. 5. Analyses statistiques
1. 3. Résultats
1. 3. 1. Paramètres environnementaux
1. 3. 2. Variations des activités enzymatiques
1. 3. 2. 1. Dans l’hémolymphe
1. 3. 2. 2. Dans les branchies
1. 3. 3. PCNM
1. 4. Discussion
1. 5. Conclusions
2. Etude des activités phénoloxydase et superoxyde dismutase chez Venerupis philippinarum infectée par Vibrio tapetis
Article 3. Enzymatic activities associated with Vibrio tapetis infection in the manila clam, Venerupis philippinarum
Article 4. Combined effect of temperature and virulence of two Vibrio tapetis strains on phenoloxidase and superoxide dismutase activities during disease development in the manila clam, Venerupis philippinarum
3. Etude, in vitro, de l’effet des produits extracellulaires de Vibrio tapetis sur l’activité phénoloxydase de Venerupis philippinarum
3. 1. Introduction
3. 2. Matériel et méthodes
3. 2. 1. Culture des souches bactériennes
3. 2. 2. Produits extracellulaires
3. 2. 3. Dosage des protéines totales
3. 2. 4. Dosage de l’activité phénoloxydase
3. 3. Résultats
3. 4. Discussion
Chapitre 5 : Etude comparée de la pathogénicité de deux souches de Vibrio tapetis sur des populations japonaises de Venerupis philippinarum
1. Introduction
Article 5. Comparison of phenoloxidase basal activity in hemolymph and extrapallial fluids and sensitivity to Vibrio tapetis in two Venerupis philippinarum populations from Japan
Discussion et perspectives
Une activité phénoloxydase caractérisée dans le sérum d’hémolymphe de Venerupis philippinarum
Réponse enzymatique de Venerupis philippinarum exposée à Vibrio tapetis
Effets du facteur température sur l’interaction hôte-pathogène entre Venerupis philippinarum et Vibrio tapetis
Activité phénoloxydase et susceptibilité différentielle chez deux populations japonaises de Venerupis philippinarum
Bibliographie
Annexe 1 : Electrophorèse bidimensionnelle (selon Artigaud et al., 2013)

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