INDICATEURS DE STRESS ET DE VITALITÉ

Plusieurs épisodes de mortalité massive ont été répertoriés dans le monde chez les bivalves cultivés tel que Crassostrea gigas en France (Glude, 1974, Koganezawa, 1974; Goulletquer et al., 1998; Cheney et al., 2000; Samain et al., 2007) et Haliotis diversicolor en Chine (Cai et al. , 2006). Au Québec, les premières mentions de mortalités massives estivales des moules bleues (Mytilus edulis) aux Îles-de-Ia-Madeleine remontent à 1975 (Poirier et Myrand, 1982). Ces mortalités ont des effets dévastateurs puisqu’elles peuvent des simer 80 % des moules d’élevage. Plusieurs facteurs pouvant expliquer de telles mortalités massives ont été examinés dont les pathogènes, les hautes températures (au-delà de 20°C), la diminution de la nourriture, la sensibilité thermique et la reproduction (Myrand et Gaudreault, 1995 ; Tremblay et al., 1998c,d). C’est la synergie entre ces différents facteurs qui cause un stress chez les individus pouvant causer leur mort. Dans le cas des moules bleues des Îles-de-la-Madeleine, c’est la synergie entre l’effort reproductif et l’augementation des températures qui causent les épisodes de mortalité massive. Suite aux pontes majeures, les moules s’en trouvent affaiblies et sont alors plus sensibles à ces variations de température (Myrand et al., 2000). Les différentes opérations conchylicoles ainsi que les conditions du milieu peuvent induire des conditions stressantes plus ou moins importantes chez les bivalves. Le stress cumulé peut atteindre différents niveaux et mener éventuellement à la mort des organismes. En plus d’être potentiellement mortels, les facteurs de stress peuvent influencer la vitalité des 19bivalves. Lorsque cette vitalité se trouve diminuée, le comportement des individus est altéré ce qui peut mener encore une fois à la mort.

Il importe aux mariculteurs de bien connaître l’état de stress de leurs organismes en élevage pour ajuster leurs opérations de façon à en minimiser l’importance. Une panoplie d’ indicateurs permet de diagnostiquer l’état de stress des mollusques bivalves. Ces indicateurs sont de nature très variée: comportementale, physiologique, organique, tissulaire et cellulaire ainsi que biochimique. La plupart s’avère plus ou moins efficace pour les besoins des conchyliculteurs puisqu’ils nécessitent l’ utilisation de moyens techniques très élaborés ainsi qu’une expertise spécialisée et la réponse demande souvent plusieurs jours d’attente. Les résultats obtenus sont souvent difficiles à interpréter dans un contexte maricole. Par exemple, comment interpréter une valeur caractérisant le niveau d’immunaucompétence en fonction de la production maricole ? L’efficacité dépend aussi de la sensibilité ainsi que de la reproductibilité des tests. De plus, ces derniers doivent être accessibles quant aux coûts encourus, facilement utilisables ainsi que non létaux. Finalement, un bon indicateur permettra d’obtenir des réponses sur l’état de stress des bivalves en peu de temps.

Quelques résultats obtenus

L’abondance de MT dans un organisme dépend de l’espèce (Langston et al., 1989), de l’âge, du cycle de reproduction, des saisons et d’autres facteurs. L’accumulation de cadmium dans les tissus mous chez Ruditapes decussatus est linéaire avec le temps. Ce métal est surtout accumulé dans le cytosol et est associé à des métallothionéines. Chez les individus exposés à 400 )lg/1 de cadmium, les MT sont davantage concentrées dans la glande digestive, puis des branchies et finalement des autres tissus mous (Bebianno et al., 1993). L’exposition à des doses subléthales de cadmium augmente le nombre de métallothionéines dans l’ensemble des tissus, mais surtout dans les branchies (Bebianno et al., 1993). Chez cette même espèce exposée à 0,4 et 4 )lM de Cd2+ et Cu2 + ainsi qu ‘à un mélange des deux métaux (0,2 )lM), les MT sont localisées dans l’épithélium de la glande digestive et des branchies en contact avec la cavité palléale. La quantité de MT est plus importante dans la glande digestive que dans les branchies. Les MT ont aussi été localisées dans les gonades matures (Moraga et al., 2005). Chez Ruditapes decussatus, l’exposition au cadmium induit la production de métallothionéines après seulement 7 jours. Une exposition à trois concentrations de Cd (4, 40 et 100 g/l) a augmenté la production de métalloprotéines qui se sont liées au Cd excédent après 14 jours (Geret et al. , 2002).

Les concentrations de métallothionéines chez Macoma balthica varient de 0,85 à 7,81 mg/ g de poids sec en fonction des saisons. Les concentrations sont plus grandes en hiver et plus faibles en été en raison des fluctuations de poids. De plus, il existe une forte corrélation entre les concentrations de métallothionéines et de métaux. Il y a une augmentation de la concentration de métallothionéines après une exposition à court terme à un mélange de Cd, Cu et Zn, mais avec des variations en fonction de la saison. En hiver, M balthica est plus sensible aux métaux, elle accumule plus de cadmium et cuivre et produit plus de métallothionéines que durant les chauds mois d’été (Bordin et al. , 1997) Chez Dreissena poly morpha, il existe une corrélation positive entre la quantité de métallothionéines et la concentration de cuivre. La concentration en MT s’avère être un des biomarqueurs les plus discriminants car il est très sensible (de Lafontaine et al., 2000). Chez Corbicula fluminea, les individus exposés au cadmium (30 )..Lg/I) l’accumulent dans les branchies au cours du temps (14 jours d’expérience). Cette accumulation est plus importante en conditions hypoxiques (2 mg O2/1). La synthèse des métallothionéines est observée chez les individus contaminés et débute plus tôt en conditions hypoxiques. Après 7 jours, les concentrations en métallothionéines sont significativement plus élevées en enviroill1ement hypoxique contaminé qu’en milieu oxique contaminé (Legeay et al., 2005).

Quelques résultats obtenus

Les activités antioxydantes dans la glande digestive de Mytilus edulis et de Mytilus galloprovincialis sont influencées par la teneur en oxygène et les facteurs climatiques et physiologiques. Les activités antioxydantes et la lipoperoxydation diminuent en conditions anaérobiques (Viarengo et al., 1989). Les activités anti-oxydantes sont augmentées chez M. galloprovincialis par la ponte en mars-avril et diminuent au printemps avec une augmentation de la nourriture et de la température (Solé et al., 1995). Chez M. edulis, les moules âgées de plus de 10 ans présentent un taux de lipoperoxydation plus élevé qui est expliqué par une activité antioxydante moindre (Viarengo et al., 1991 a). Les activités antioxydantes sont généralement augmentées en présence de polluants, transitoirement, accompagnées ou non de lipoperoxydation et varient d’une espèce à l’autre (Cossu et al., 1997b). Il y a une augmentation des teneurs en MDA dans la glande digestive de M edulis lors d ‘une augmentation de la température ou d’une émersion. Ces concentrations sont corrélées négativement avec une diminution du glycogène et avec le stress physiologique occasionné par les pontes successives (Pellerin-Mas si cotte, 1997). Dans les sites où les moules sont submergées en permanence, la production de MDA et la catalase est induite par les conditions environnementales sévères (action des vagues dues à des vents violents). L’inflammation, les maladies infectieuses (Torreilles et al., 1996), l’âge (Ribera et al., 1989) et la reproduction (Viarengo et al., 1991b) sont des facteurs qui augmentent la production de ROS . L’activité de la NADPH-ferrihémoprotéine a été observée dans les cellules de la glande digestive de moules bleues recueillies dans un site contaminé contrairement à des moules provenant d’un site non contaminé. De plus, la saison ne semble pas influencer ces résultats (Kagley et al., 2003).

Méthodes d’analyse Celiaines méthodes s’attardent à caractériser l’ADN lui-même tandis que d’autres mesurent plustôt les effets des modifications de l’ADN sur le phénotype de l’individu (ex. : asymétrie fluctuante). Certains chercheurs utilisent la radio détection (Randerath et al., 1981). Cette méthode est précédée par un postmarquage consistant à hydrolyser avec enzymes l’ADN en nucléotides ou petits oligonucléotides contenant les ad duits pouvant être marqués au 32p par transfert de groupement phosphate radioactif du i 2p-ATP avec de la polynucléotide kinase du phage T4. Les nucléotides et adduits radioactifs sont finalement séparés par une série de chromatographies sur plaques de polyéthylèneimine cellulose (PEI-cellulose) avant d’être détectés et comptabilisés grâce à l’autoradiographie (Rether et al. , 1997). Pour la cassure de mono-brin, il existe des teclmiques dont l’élution alcaline (Rydberg, 1975 ; Ahnstonn et Erixon, 1980; Kohn, 1986; Shugart, 1988) et l’essai comètes en conditions alcalines (Singh et al., 1988; Fairbaim et al., 1995; Ross et al., 1995) . La détection de micronoyaux se fait par la détection d’érythrocytes micronucléés.

La dissymétrie fluctuante (DF) (fluctuating asymmetry) correspond aux variations morphologiques aléatoires de part et d’autre du plan de symétrie d’un organisme selon des influences génétiques et environnementales. C’est un outil largement utilisé en recherche. En l’absence de toute perturbation de l’expression du génome, les traits phénotypiques 46devraient être sensiblement identiques d’une part et d’autre d’un plan de symétrie. Ainsi, la DF est l’expression morphologique des perturbations de l’expression des gènes suite à l’ exposition à un agent génotoxique. La dissymétrie dysfonctionnelle se manifeste en trois types: centrée, directionnelle ou asymétrique (Moller, 1997). Fréchette et al. (2003) ont estimé la DF de l’huître creuse avec la formule suivante: DF = (L – R) / (L + R) (1) Cette fom1Ule est utilisée dans le cas d’un modèle additif de la croissance, c’est-à-dire lorsque les tissus qui génèrent la croissance ne changent pas de fonne (ex. ongles, plumes, dents, écailles . . . ) et L et R correspondent à la taille de la valve gauche et droite respectivement. Dans le cas d’ un modèle de croissance multiplicatif, c’est-à-dire dans les cas où la croissance résulte de la participation active des tissus à la production d’ autres tissus, la formule utilisée est la suivante: DF = ln (UR)