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Définition de la mycorhize et généralités
La mycorhize est un organe complexe qui résulte de l’association symbiotique d’un champignon avec la racine d’une espèce végétale. Franck le désigna, en 1885, sous le terme de mycorhize (du grec mykès : champignon et rhiza : racine) (DOMMERGUES et al., 1999).
Le champignon puise dans le sol l’eau et les éléments minéraux et les restitue à la plante hôte et ce en échange des carbohydrates fournies par cette dernière (DAVET, 1996).
Il est fort probable que l’évolution des plantes terrestres qui étaient sur terre il y a 400 millions d’années était possible grâce à une forme de symbiose qui se rapprocherait des mycorhizes actuelles (WILKINSON, 2001 in MENKIS, 2005).
Dans le cas de la symbiose mycorhizienne, la symbiose est obligatoire pour les deux partenaires car sans elle, la plante est incapable d’extraire efficacement l’eau et les éléments minéraux du sol et le champignon est incapable de fructifier et surtout de se procurer du carbone (NULTSCH et MIESCH, 1998). Les champignons mycorhiziens sont en effet des symbiotes stricts et n’ont pas d’activité saprophytique dans le sol; ils obtiennent tout leur carbone de la plante hôte. Environ 20% du carbone assimilé par la plante par voie phtosynthétique sert à nourrir les symbiotes racinaires. Les types de mycorhizes : On distingue plusieurs types de mycorhizes : les endomycorhizes à arbuscules, les ectomycorhizes et les ectendomycorhizes, ainsi que des mycorhizes éricoïdes et orchidoïdes.
Les endomycorhizes
Les endomycorhizes sont provoquées par des champignons appartenant au phylum Glomeromycota (VESTBERG et al., 2004) et sont caractérisés entre autre, par la présence d’hyphes intraracinaires, de vésicules et/ou d’arbuscules endocellulaires . Les endomycorhizes sont très peu spécifiques et ne modifient pas la structure de la racine. Elles ne sont observables qu’en microscopie après coloration.
Le type endomycorhizien domine très largement dans les forêts tropicales. Cependant, les espèces fongiques responsables de l’endomycorhization sont peu diversifiées et à répartition mondiale (MALLOCH et al., 1980 in DUCOUSSO et THOEN, 1991). Elles sont fréquentes et très répandues et concernent environ 80% des espèces végétales excepté Chénopodiacées et Cruciféracées (DAVET, 1996).
L’infection endomycorhizienne : Le mécanisme de formation de l’endomycorhize se déroule comme suit: Echange de signaux moléculaires entre le champignon et la plante hôte: libération de molécules de reconnaissance par les racines flavonoïdes, strigolactones qui induisent la ramification des hyphes fongiques (AKYIAMA, 2007).
Approche d’un hyphe de la racine et formation d’un appressorium (AP) . préparation de l’appareil de pré-pénétration, suivie de la pénétration du champignon à l’intérieur de la cellule (de ROUGEMONT, 2007) par invagination de la membrane plasmique.
Formation d’une boucle dans la première cellule épithéliale (de ROUGEMONT, 2007), progression du champignon entre les cellules pour coloniser le cortex et pénétration dans les cellules internes du cortex en y formant des arbuscules (siège des échanges actifs) et des vésicules (SEDDAS et al., 2008) . Il est à noter que le champignonne ne passe jamais la barrière de l’endoderme. Développement de l’arbuscule à l’intérieur de la cellule hôte. La membrane epériarbusculaire (PAM) qui se forme est le lieu de l’échange symbiotique. L’arbuscule occupe un volume important de la cellule.
Description de l’ectomycorhize
D’un point de vue anatomique une ectomycorhize est constituée :
du manteau fongique : Cette structure est formée par l’enroulement du mycélium du champignon autour de la racine de la plante . L’épaisseur de ce dernier varie selon les espèces ECM. Plusieurs structures de manteaux ont été décrites dans la bibliographie ; elles sont représentées par des lettres capitales allant de A-Q. La série (A-I) concerne le type plectenchymateux qui se caractérise par un ensemble d’hyphes individuels, contrairement au pseudomarenchymateux qui se distingue lui par des cellules courtes gonflées et des hyphes collés les uns aux autres (K-Q) .
des hyphes extramatriciels : Ils peuvent être simples ou rassemblés en cordons linéaires appelés «rhizomorphes».Ces hyphes vont explorer et exploiter les différentes ressources du sol à plus d’une dizaine de centimètres de la racine (MENKIS, 2005). Sept types de rhizomorphes ont été décrits : Cette description est basée sur : le mode d’agencement des hyphes fongiques (entremélés, serrés, etc.), la structure et le diamètre des hyphes, l’aspect des septa.
du réseau de Hartig: Le réseau de Hartig résulte de la pénétration plus ou moins profonde d’hyphes mycéliens issus du manteau entre les cellules de la première assise épidermique des racines courtes de la plante hôte.
Ces hyphes constituent un vaste réseau mycélien, qui se nourrit exclusivement de matières organiques des horizons supérieurs du sol. Ils fructifient à ce niveau pour former des carpophores. Le réseau de Hartig peut être d’épaisseur variable, il va être le siège des échanges bidirectionnels entre les deux partenaires (GAGNÉ, 2005).
Les cellules de l’épiderme et du parenchyme cortical de l’hôte ne montrent pas de modification ultrastructurales par rapport aux cellules des racines non mycorhizées. Néanmoins, les amyloplastes peuvent être parfois modifiés ; ils deviennent plus petits ou disparaissent. On relève également un dépôt de tannins dans le cytoplasme périphérique ou dans la vacuole .
La colonisation ectomycorhizienne
La morphogenèse de l’ectomycorhize se déroule selon les étapes suivantes : Echange de signaux moléculaires entre le champignon et la plante hôte :
Emission d’exsudats racinaires par la plante hôte (vitamines, acides aminées, facteur M) et stimulation par conséquent de la croissance du champignon symbiotique vers la racine (stimulation de la germination des spores ectomycorhiziennes, intensification de la ramification des hyphes). Exsudation d’une gamme de substances par le champignon ectomycorhizien (auxine, AIA, cytokinines, gibbérellines).
afin de faciliter la colonisation de la racine en modifiant vraisemblablement les propriétés élastiques de la paroi .
Contact entre les partenaires : les plantes hôtes possèdent des sucres spécifiques à leur surface lesquels sont reconnus par le champignon grâce à des lectines spécifiques.
Ramification abondante des hyphes et adhérence à la surface de la racine grâce aux microfibrilles émises par le champignon (MASSICOTE et al., 1987; MASSICOTTE et al.,1989 in BEGUIRISTAIN, 1996).
Formation du manteau fongique : (ex planta) par Agglutination des hyphes autour de la racine. Formation du réseau de Hartig : (in planta) suite à la progression du mycélium entre les cellules du rhizoderme et parfois du cortex sans jamais franchir l’endoderme (site d’échange).
Généralités sur la fixation de l’azote
L’azote est présent dans l’atmosphère en quantité quasiment illimitée. La transformation de l’azote moléculaire en azote combiné est appelée fixation d’azote. Ce processus peut avoir lieu selon des voies biologiques ou chimiques (DAVET, 1996).
La fixation biologique de l’azote (environ180 millions de tonnes /an) est réalisée uniquement par certains microorganismes procaryotes tels que : Rhizobium, Frankia, Azotobacter, Azomonas, Clostridium, Citrobacter, etc.
La fixation chimique naturelle représente environ 20.106 tonnes et la synthèse chimique d’ammoniaque par le procédé Haber environ 100.106 tonnes (BOGUSZ et FRANCHE, 1986). C’est à la fin du dix-neuvième siècle que les bactéries symbiotiques des légumineuses ont été commercialisées et utilisées à grande échelle pour améliorer la fixation de l’azote par des plantes fourragères comme la luzerne ou le trèfle (DAVET, 1996). Les Frankia beaucoup moins connus ne sont commercialisés que depuis peu d’années (l’isolement de Frankia date seulement de 1978). De très grandes surfaces ont déjà été plantées avec des arbustes inoculés en pépinière.
Comme dans notre travail nous nous sommes intéressé à Alnus glutinosa et Acacia melanoxylon (qui sont actinorhizienne et rhizobienne respectivement) nous développerons dans ce qui suit les deux forme de symbiose: actinorhizienne et rhizobienne.
Table des matières
Introduction générale
Chapitre I : Revue bibliographique
I. La symbiose mycorhizienne
1. Définition de la mycorhize et généralités
2. Les types de mycorhizes
2.1. Les endomycorhizes
2.1.1. Généralités
2.1.2. L’infection endomycorhizienne
2.2. Les Mycorhizes à pelotons d’hyphes cloisonnés
2.2.1. Mycorhizes orchidoïdes
2.2.2. Mycorhizes éricoïdes
2.3. Les ectendomycorhizes
2.4. Les ectomycorhizes (ECM)
2.4.1. Généralités
2.4.2. Description de l’ectomycorhize
2.4.3. La colonisation ectomycorhizienne
2.4.4. Le fonctionnement général de l’ectomycorhize
2.4.5. Les types d’ectomycorhizes
2.4.5.1. Les ECM typique des angiospermes
2.4.5.2. Les ectomycorhizes typiques des gymnospermes
2.4.6. La spécificité chez les ectomycorhizes
3. Rôle des mycorhizes
3.1. Effets bénéfiques pour la plante hôte
3.2. Effets bénéfiques pour le champignon mycorhizien
II. la symbioses actinorhizienne et la symbiose rhizobienne
1. La fixation de l’azote
1.1. Généralités sur la fixation de l’azote
1.2. Comparaison de quelques aspects caractérisant les deux symbioses actinorhiziennes et rhizobienne
2. Mécanisme de la fixation de l’azote
3. Effets bénéfiques de la combinaison mycorhizes/actinorhizes/ symbiose rhizobienne
4. Rôle des symbioses fixatrices d’azote
Chapitre II : Matériels et méthodes
I. Description de la zone d’étude
1. Situation géographique de la zone d’étude
2. Situation administrative
3. Localisation générale
3.1. Topgaphie
3.2. Coordonnées géographiques
4. Facteurs climatiques de la région d’El Kala
4.1.Pluviométrie et aridité
4.2. Les températures
5. Types de sols
6. Végétation de l’arboretum
II. Description du matériel végétal
1. Description de l’espèce Alnus glutinosa
2. Description de l’espèce Acacia melanoxylon
3. Positions systématique des deux espèces
3.1. L’espèce Alnus glutinosa
3.2. L’espèce Acacia melanoxylon
III. Analyse physicochimiques du sol de la station d’étude
1. pH eau du sol
2. Carbone total (C%) et matière organique.
3. Matière organique
4. Calcaire total
5. La texture
IV. Estimation de la colonisation mycorhizienne arbusculaire (AM) chez Alnus glutinosa et Acacia melanoxylon
1. Prélèvement et traitement des échantillons racinaires
2. Observation et estimation du taux d’infection par les champignons AM
V. Diversité des ectomycorhizes rencontrées chez Alnus glutinosa
1. Prélèvement des ectomycorhizes
2. Réalisation des coupes
3. Description des ectomycorhizes
VI. Etude du potentiel mycorhizogène du sol de la station d’étude
1. Conduite de l’essai
2. Méthode de calcul de la MPN
VII. Recherche de microorganismes symbiotiques dans le sol de la station d’étude
1. Evaluation de l’abondance des spores dans le sol
2. Piégeage des microorganismes symbiotiques
3. Evaluation de la biodiversité des spores fongiques présentes dans les rhizosphères d’Alnus glutinosa et d’Acacia melanoxylon
4. Description des spores
VIII. Isolement des symbiotes fixateurs d’azote des nodules d’Alnus glutinosa et d’Acacia melanoxylon
1. L’endophyte Frankia
1.1. Isolement de l’endophyte
1.2. Culture de Frankia
2.L’endohpyte Rhizobium
2.1. Isolement des bactéries Rhizobium à partir des nodules
2.1.1. Nettoyage et conservation des nodules
2.1.2. Stérilisation des nodules
2.1.3. Isolement selon la méthode du nodule écrasé
2.1.4. Détermination des souches selon la méthode de la coloration de Gram
2.1.5. Purification des isolats
2.1.6. Conservation des isolats
2.2. Identification des isolats
2.2.1. Test distinctif entre Rhizobium et Agrobacterium (Test de 3-cétolactose)
2.2.2.Test de nodulation
2.2.3.Caractérisation phénotypiques des isolats
2.2.3.1.Test cytomorphologique: Vitesse de croissance : Test Y.M.A+BMB
2.2.3.2. Tests nutritionnels : Utilisation de la source de carbone
2.2.3.3.Tests physiologiques
a. Tolérance au sel (Na Cl)
b. Effet de la température
c. Croissance à différents pH
Chapitre III : Résultats et discussion
I. Paramètres physicochimiques du sol
II. Estimation de la colonisation endomycorhizienne arbusculaire (AM) chez Alnus glutinosa et Acacia melanoxylon
III Estimation de la diversité des ectomycorhizes chez Alnus glutinosa
VI. Etude du potentiel mycorhizogène du sol de la station d’étude
V. Evaluation de l’abondance des spores dans le sol
VI. Evaluation de la biodiversité des spores fongiques
1. Spores retrouvées dans la rhizosphère d’Alnus glutinosa
2. Spores retrouvées dans la rhizosphère d’Acacia melanoxylon
3. Autres structures recensées
VII. Isolement des symbiotes fixateurs d’azote des nodules d’Alnus glutinosa et d’Acacia melanoxylon
1. Isolement de L’endophyte Frankia
2. Isolement et identiifcation de l’endophyte Rhizobium
2.1. Examen morphologique
2.1.1. Croissance sur le milieu YMA-RC
2.1.2. Croissance sur le milieu GPA (Glucose Peptone Agar) + pourpre de bromocrésol (BCP)
2.2. Examen microscopique: Détermination des souches selon la méthode de la coloration de Gram
2.3. Identification des isolats
2.3.1. Test distinctif Agrobacterium-Rhizobium (test du Cétolactose)
2.3.2. Test de nodulation
2.3.3. Caractérisation phénotypiques des isolats
2.3.3.1. Test cytomorphologique: Vitesse de croissance (Y.M.A+BMB)
2.3.3.2. Tests nutritionnels : Utilisation de la source de carbone
2.3.3.3.Tests physiologiques
a. Tolérance au sel (Na Cl)
b. Croissance à différents pH
c. Effet de la température
Conclusion générale
Références bibliographiques
Annexes
