Biodégradation du diaphag à l’aide d’un biolaveur à cellules fixées

Biodégradation du diaphag à l’aide d’un biolaveur
à cellules fixées

Les biofilms

Généralités sur les biofilms: Un biofilm est défini comme un ensemble de microorganismes englués dans leurs propres exopolymères et fixés sur une surface solide (Jouenne, 2008). Il peut être constitué d’une seule espèce bactérienne mais, le plus souvent, plusieurs espèces coexistent au sein de la structure. Les bactéries se trouvent dans le biofilm sous forme de colonies séparées par des vides correspondant à des canaux assurant la diffusion de nutriments. Ces canaux servent également à l’évacuation des débris et des métabolites (Lewandowski et al., 1994 ; Lewandowski, 2000 ; Ivleva et al., 2010). L’activité bactérienne au sein même du biofilm n’est pas homogène : les cellules se trouvant à la surface peuvent être soumises à une plus grande concentration d’oxygène. Ainsi, l’analyse de la diffusion de l’oxygène dans des biofilms développés en milieu aérobie, montre que l’oxygène est rapidement consommé par les bactéries superficielles, et de fait, les cellules au niveau des couches basales adoptent une activité anaérobie (Costerton, 1999 ; Lewandowski, 2000 ; Donlan, 2002 ; Kokare et al., 2009). La formation du biofilm procure aux bactéries concernées un microenvironnement différent avec des conditions fortes d’osomlarité, une limitation nutritive et une forte densité cellulaire et se comportent différemment en ce qui concerne le taux de croissance et la transcription des gènes (Burmolle et al., 2006 ; Goller et Romeo, 2008). Différents facteurs sont susceptibles d’avoir un impact sur leur formation dont : la matière organique présente, le lieu de formation, le caractère hydrophobe de la bactérie ainsi que les interactions microbiennes (Burmolle et al., 2006 ; Schaule et al., 2007 ; Goller et Romeo, 2008 ; Liang et al., 2010 ; Flemming et Wingender, 2010 ; Simöes et al., 2010). Les biofilms ont la propriété de se développer sur une multitude de surfaces tant naturelles (roches), qu’artificielles (cathéter, sonde, prothèse) ainsi que sur des tissus vivants (plaque dentaire). De plus, certains microorganismes ont la propriété de décomposer les matières organiques, processus appelé biodégradation (McRae et al., 2004 ; Zhang et al., 2009). Généralités

La biodégradation par les biofilms

Les biofilms sont très utilisés dans les procédés comportant des microorganismes fixés sur un support. De ce fait le biofilm est un milieu complexe adsorbé sur un matériau, constituant un biotope et se comportant comme un réacteur polyphasique. L’intérêt attendu d’un bioréacteur à biomasse fixée par rapport à un bioréacteur à boue activée (culture liquide uniquement) est (Zhang et al., 2002 ; Kahn et al., 2003 ; Jou et Huang, 2003) : – La possibilité de pouvoir traiter des charges organiques élevées dans des volumes réduits (grande concentration de microorganismes et réalisation d’installations compactes) (Lewandowski et al., 1991) . – Une robustesse accrue vis-à-vis de variations environnementales transitoires (lors d’un stress par exemple), le biofilm servant de «réservoir biologique» (Mörsen et Rehm, 1987 ; Karamanev et Nikolov, 1988 ; Diekman et al., 1990) pouvant efficacement et rapidement réensemencer le milieu en limitant le risque de contamination extérieure et les coûts associés à la relance des cultures. – Il a l’avantage de protéger la biomasse des phénomènes de lessivage, de créer des niches protectrices et d’offrir une grande concentration en biomasse (Picard et al., 2012). – Constitue une barrière pour les composés néfastes à la croissance bactérienne (Wanner et al., 2006). -Enfin, il est envisageable de moduler le métabolisme bactérien pour diversifier la production d’actifs. De nombreux travaux ont été réalisés sur les biofilms et notamment sur leurs caractéristiques (Djeribi et al., 2005 ; Elain et al., 2006 ; Li et al., 2008a ; Lin et Hsien, 2009 ; Farrokhi et al., 2014 ; Muñoz Sierra et al., 2014 ; Sabba et al., 2016). Les supports de biofilms peuvent être très différents, de plus, chacun possède ses propres caractéristiques spécifiques qui vont jouer sur le comportement du processus (Elain et al., 2006) . 

Modèles de biofilms de réacteurs à garnissage utilisés pour le traitement de composés xénobiotiques

De nombreux modèles de biofilms ont été développés pour le traitement du sol, eau et air. Ces modèles sont souvent compliqués et varient d’un procédé biologique à un autre. Parmi eux on peut citer : Le modèle de biofilm développé par Rittman et al. (Rittman and Mc Carty, 1980a ; Rittman and Mc Carty, 1980b) ne concerne que les biofilms mono-espèce (existants souvent dans l’industrie alimentaire et pharmaceutique où les procédés se réalisent souvent en conditions stériles), mais dans de nombreux cas, les biofilms sont formés de plusieurs espèces ce qui est souvent le cas dans les procédés de dépollution. Wanner et Gujer (1986) ont développé un modèle de biofilm à plusieurs espèces. Ils sont partis de deux postulats : – D’une part les propriétés du biofilm ne change que dans la direction perpendiculaire à l’interface film-support. – D’autre part la biomasse est homogène tout au long du biofilm. Rittman et Manem en 1992 ont proposé un modèle de biofilm voisin du précédent, mais tenant compte en plus de : – la perte de biomasse par détachement du biofilm – la formation de biomasse inerte – du concept de concentration minimale en substrat pour la formation du biofilm. Mowla et Ahmadi (2007) ont développés un modèle de biofilm lors d’un traitement aérobie d’une eau polluée par les hydrocarbures dans un bioréacteur à lit fluidisé. Ils ont observé que l’épaisseur du biofilm a un effet significatif sur l’élimination des hydrocarbures. Harris et Hansford ont développé en 1976 un modèle de biofilm pour le traitement de l’eau en établissant dix suppositions : – il existe deux parties dans un biofilm, une aérobie et l’autre anaérobie – la dégradation du substrat dans la partie anaérobie et dans la phase liquide est négligeable  – le film liquide est laminaire et il n’y a pas d’effet dû à l’âge – les substrats limitants sont l’oxygène et le carbone organique – la consommation d’oxygène dans le biofilm est proportionnelle à celle du substrat – la densité, le rendement, le taux de croissance maximale, les constantes de saturation et les diffusivités du substrat et de l’oxygène, les coefficients de transfert de masse sont constants – le détachement du biofilm et la respiration n’affecte pas le comportement global du biofilm – la vitesse de réaction est fonction de la saturation des réactifs. – la phase liquide est toujours saturée en oxygène. Tian et al. (2016) ont développé un modèle de biofilm lors de l’élimination de l’ammonium dans des réacteurs à biofilm aéré sur membrane. Ils ont observé que le biofilm était stratifié en deux couches, d’une part une zone aérobie propice à la nitrification, et d’autre part une zone anoxique propice à la dénitrification. 

Les procédés physico-chimiques de traitement des composés xénobiotiques 

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Procédés d’adsorption L’adsorption est un processus de séparation au cours duquel des molécules d’un fluide (liquide ou gaz) viennent se fixer sur la surface d’un matériau solide, appelé adsorbant (Crini et Badot, 2007). Le charbon actif est le composé le plus utilisé (capacité d’adsorption élevée), mais on trouve aussi d’autres composés comme les gels de silice, l’alumine et les zéolites (Lambert et al., 1997). Actuellement, l’adsorption est une des techniques de séparation les plus utilisées pour séparer, complexer et purifier des liquides et des gaz dans des domaines variés, allant des industries chimiques et pharmaceutiques, aux applications environnementales. L’adsorption liquide-solide est l’un des traitements les plus répandus dans la dépollution des eaux. La séparation par adsorption est basée sur une adsorption sélective (thermodynamique et/ou cinétique) des polluants (appelés adsorbats) par un adsorbant grâce à des interactions spécifiques entre la surface du matériau adsorbant et les polluants adsorbés : c’est un simple transfert de masse à partir de la phase liquide vers la surface du solide. La capacité d’adsorption de l’adsorbant dépend de la surface spécifique du matériau (surface de contacte interne et externe) et de la concentration du polluant en solution (Crini et Badot, 2007). Ahmed et Theydan (2014) ont étudié l’adsorption sur charbon actif de la ciprofloxacine et de la norfloxacine, les pourcentages d’élimination atteints sont respectivement de 96 et 98%. Par ailleurs, Putra et al. (2009) ont comparé la capacité d’adsorption de la bentonite et du charbon actif, en utilisant l’amoxicilline ; comme pour le cas précédent, ils ont obtenu des taux d’élimination élevés, à savoir 88% pour la bentonite et 95% pour le charbon actif. Chen et Huang (2010) ont étudié l’adsorption de trois antibiotiques de la classe des tétracyclines, à savoir la tétracycline, la chlorotétracycline et l’oxytétracycline, sur l’oxyde d’aluminium ; ils ont conclu que plus que 50% de ces composés sont adsorbés. L’ensemble des études effectuées montrent que l’adsorption demeure une méthode efficace pour le traitement des effluents contenant des antibiotiques. Cependant, dans ce procédé les contaminants sont Généralités 34 transférés de la phase liquide à la phase solide, produisant ainsi un nouveau résidu solide, ou les contaminants sont concentrés (Homem et Santos, 2011). Toutefois, cette technique ne résout pas le problème, elle ne fait que déplacer la pollution de l’état liquide à l’état solide. De plus, ces techniques, non destructives, nécessitent des opérations postérieures onéreuses de régénération et de post traitement des déchets solides (Bouafia, 2010).

Procédés d’oxydation classiques

Les procédés d’oxydation classiques utilisent des réactifs chimiques fortement oxydants pour dégrader jusqu’au stade de la minéralisation des composés organiques toxiques. Les agents oxydants fortement utilisés sont le chlore, l’ozone, le permanganate, l’hypochlorite de sodium et l’eau oxygénée (Robinson et al., 2001 ; Gogate et Pandit, 2004 ; Crini et Badot, 2007). Le chlore, obtenu en utilisant de l’hypochlorite de sodium, des solutions de chlorure de sodium ou du dioxyde de chlore, est un puissant oxydant et désinfectant. Ce procédé de désinfection (chloration) était très utilisé dans le traitement de l’eau potable par exemple. Cependant, la formation de dérivés organo-halogénés (dont la toxicité a été mise en évidence) limite de plus en plus son utilisation, ce qui a poussé à son remplacement par l’ozone dont les sous-produits d’oxydation ont l’avantage d’être biodégradables (Crini et Badot, 2007). Adams et al. (2002) ont étudié la dégradation des sulfonamides et du triméthoprime à une concentration de 50 μg.L -1 avec 1 mg.L -1 de Cl2. Ils ont conclu que l’oxydation par le chlore est efficace pour l’élimination des antibiotiques considérés (>90%). Cependant, les auteurs ont détecté la formation des sous-produits chlorés, qui pouvaient avoir une toxicité plus élevée que les composés cibles. Une conclusion semblable a été obtenue par Stackelberg et al. (2007) qui ont étudié la dégradation des macrolides et des sulfonamides, en utilisant l’hypochlorite de sodium.

Table des matières

2. GENERALITES
2.1. Les composés xénobiotiques
2.1.1. Définition et effets sur l’environnement
2.1.2. Le devenir dans l’environnement
2.1.3. Le mécanisme de la récalcitrance
2.1.4. Problématique des composés pharmaceutiques dans l’environnement
2.1.4.1. Les produits pharmaceutiques
2.1.4.2. Présence dans l’environnement
2.1.4.3. Source de pollution de l’environnement par les produits pharmaceutiques
2.1.4.4. Risques liés à la présence des composés pharmaceutiques dans l’environnement
2.2. La biodégradation des composés xénobiotiques
2.2.1. Le rôle des microorganismes
2.2.1.1 Généralités
2.2.1.2. Acclimatation des microorganismes aux composés xénobiotiques
2.2.1.3. Le métabolisme fortuit
2.2.2. Importance des cultures mixtes
2.2.2.1 Les interactions entre les microorganismes
2.2.2.2 Le rôle des cultures mixtes dans la biodégradation
2.2.2.3. Le cométabolisme
2.2.3. Les biofilms
2.2.3.1. Généralités sur les biofilm
2.2.3.2. La biodégradation par les biofilms
2.2.3.3. Modèles de biofilms de réacteurs à garnissage utilisés pour le traitement de composés xénobiotiques
2.3. Les procédés physico-chimiques de traitement des composés xénobiotiques
2.3.1. Procédés d’adsorption
2.3.2. Procédés d’oxydation classiques
2.3.3. Procédés d’oxydation avancée
2.3.3.1 Ozonation
2.3.3.2. Procédé Fenton
2.3.3.3. Procédés photochimiques
2.3.3.3.1. Photolyse de H2O2
2.3.3.3.2. Procédé photo-Fenton
2.3.4. Procédés membranaires
2.4. Le procédés biologiques de traitement des composés xénobiotiques
2.4.1. Introduction
2.4.2. Les biofiltres
2.4.3. Les biolaveurs à cellules fixées (biofiltre trickling)
2.4.4. Les biolaveurs (bioscrubbers)
2.4.5. Paramètres opératoires
2.4.5.1. Besoins en eau
2.4.5.2. Influence de la température
2.4.5.3. Contrôle de l’évolution du pH
2.4.5.4. Prétraitement des effluents
2.4.6. Choix d’une technologie de traitement
3. MATERIELS ET METHODES
3.1. Screening et sélection des microorganismes
3.1.1. Origine du consortium microbien
3.1.2. Le diaphag
3.1.3. Le milieu de base saline (MBS)
3.1.4. Sélection et acclimatation du consortium microbien en culture batch
3.2. Méthodes analytiques
3.2.1. Mesure de la densité optique (DO)
3.2.2. Mesure du poids sec
3.2.3. Mesure du pH
3.2.4. Mesure de l’adhérence cellulaire
3.2.5. Dosage du diaphag
3.3. Etude de l’effet de la concentration du diaphag sur la croissance du consortium microbien en culture batch
3.4. Isolement et identification du consortium sélectionné
3.5. Biodégradation de diaphag en culture batch
3.6. Biodégradation du diaphag en culture continue
3.6.1. Le réacteur : biolaveur à cellules fixées (biotrickling filter)
3.6.2. Le garnissage utilisé
3.6.3. Essais de biodégradation
3.6.4. Isolement et identification des souches microbiennes composant le biofilms
4. RESULTATS ET DISCUSSION
4.1. Résultats d’Acclimatation et de sélection du consortium microbien en culture batch
4.2. Etude en batch de l’effet de la concentration du diaphag sur la croissance du consortium acclimaté
4.3. Etude de l’hydrophobicité du consortium microbien
4.5. Etude microbiologique du consortium dégradant le diapha
4.6. Essai de biodégradation du diaphag en culture batch
4.6.1. Détermination des souches aptes à dégrader le diaphag
4.6.2. Etude cinétique
4.7. Etude de la biodégradation du diaphag en culture continue
4.8. Identification du consortium microbien présent dans le réacteur
5. CONCLUSION

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