Systématique des Culicidae
Les Culicidae ou moustiques font partie de l’ordre des Diptères et à la sous-famille des Nématocères. Selon (Seguy, 1951) les moustiques se distinguent des autres Nématocères piqueurs par leur trompe longue et la présence d’écailles sur les nervures alaires. La famille des Culicidae se divise en trois sous-familles, les Toxorhynchitinae, les Anophelinae et les Culicinae ; la sous-famille des Toxorhynchitinae qui est formée d’un seul genre n’est pas représenté en Europe occidentale (Matille, 1993 ; Duchauffour, 1976) ni en Afrique méditerranéenne (Brunhes et al, 1999). Environ 3000 espèces des Culicidae sont connues dans le monde (Knight et Stone, 1977),
Morphologie externe et biologie des Culicidae
Les Culicidae sont des Insectes Mécoptéroïdes Diptères Nématocères remarquables par l’évolution progressive qui affecte parallèlement l’imago et la larve. L’ordre des Diptères compte environ 80.000 espèces et se place au quatrième rang après les Coléoptères (300 000 espèces). Les Lépidoptères (100 000 espèces) et les Hyménoptères (100 000 espèces). Cependant, il occupe la première place, soit par le rôle de vecteur d’organismes pathogènes (virus Protozoaires, Helminthes) de certains de ses représentants, soit par la nuisance d’autres.
Œufs : L’œuf comprend de l’intérieur vers l’extérieur ; l’embryon, la membrane vitelline pellucide, un endo-chorion épais et un exo-chorion plus ou moins pigmenté et ornementé, il est de 0.5 mm de taille (Rodhain et Perez, 1985).
Au moment de la ponte il est blanchâtre et prend rapidement, par oxydation de certains composants chimiques de la thèque ; une couleur marron ou noire (Seguy, 1949). Les œufs d’Anopheles sont pondus isolement à la surface de l’eau. Leur forme est plus ou moins ovoïde et pourvue latéralement de flotteurs leur permettant de conserver une position horizontale .Les œufs d’Aedes sont allongés, rétrécis et montrent un réseau de fines dépressions. Ils flottent horizontalement à la surface de l’eau. Les œufs de Culex groupés en nacelle sont cylindro-coniques et se tiennent verticalement (Pressat, 1905 in Lounaci, 2003).
Larve : Les larves sont aquatiques et leur évolution comporte IV stades de taille variant du mm au cm. Leurs téguments sont formés d’un certain nombre de strates dont la plus externe forme le revêtement chitineux.
Elles sont composées d’une tête très dure (car très chitinisée), d’un thorax et d’un abdomen moins chitinisé, plus mous. (Anonyme, 2004b).
La Tête : La tête est bien dégagée du thorax. Elle est formée de 3 plaques chitineuses unies par des sutures : Une plaque dorso-médiane unique : le fronto-clypeus, deux plaques latérales symétriques : les épicrâniennes.
Elle porte dorsalement une paire d’antennes, deux paires d’yeux (yeux larvaires et yeux du futur imago) et ventralement deux palpes maxillaires et les pièces buccales. Les plaques sont ornées de soies de morphologies variables.
Les soies les plus intéressantes pour la diagnose se situent pour la majorité au niveau du clypeus. (Anonyme, 2004b). Par ailleurs la tête est capable d’effectuer une rotation de 180°autour de son axe qui lui permet de se nourrir à la surface de l’eau. (Anonyme, 2004b).
Le thorax : Il fait suite au cou et sa forme est grossièrement quadrangulaire. Il est formé de 3 segments soudés : le prothorax, le mésothorax, le métathorax. Les faces ventrales et dorsales sont ornementées de soies dont les plus utilisées pour la diagnose sont la soie 1 métathoracique dorsale et les soies 9-12 méso et métathoraciques ventrales (soies pleurales) (Anonyme, 2004b). L’abdomen : Il est formé de 9 segments distincts, les 7 premiers sont morphologiquement similaires. Chacun comporte : une plaque tergale chitinisée impaire et médiane, des plaques accessoires situées en arrière de la plaque tergale, des soies palmées postéro-latérales qui jouent un rôle dans le système de flottaison de la larve en surface. Ces soies sont formées de folioles dont la forme a été utilisée comme caractère taxonomique pour certaines espèces. (Anonyme, 2004b). des soies ante-palmées, situées en avant et légèrement en dehors de ces dernières ont également une bonne valeur taxonomique.
A la partie dorsale du VIIIème segment se situent les orifices stigmatiques, le siphon chez les Culicinae et les sessiles chez les Anophelinae. Il porte également le peigne constitué d’un nombre variable d’épines. Sur le IXème segment s’insèrent les soies anales et les papilles anales, translucides.
Cycle de développement
Le cycle de développement des moustiques dure environ douze (12) à vingt (20) jours (Adisso et Alia, 2005) et comprend quatre (4) stades: l’œuf, la larve, la nymphe (pupe) et l’adulte. Cette métamorphose se déroule en deux (2) phases :
Phase aérienne : Les sujets des deux (2) sexes s’accouplent en vol ou dans la végétation et ont une distance de vol de un (1) à deux (2) km. Grâce aux longs poils dressés sur leurs antennes, les mâles peuvent percevoir le bourdonnement produit par le battement rapide des ailes des femelles, qui s’approchent des essaims lors du vol nuptial. A ce moment, le mâle féconde la femelle en lui laissant un stock de sa semence. La femelle dotée d’un caractère particulier, celui du maintien en vie jusqu’à la mort des spermatozoïdes, conserve la semence du mâle dans une ampoule globulaire ou vésicule d’entreposage (spermathèque). Elle ne s’accouple donc qu’une seule fois (Darriet, 1998).
Après la fécondation, les femelles partent en quête d’un repas sanguin duquel, elles retirent les protéines et leurs acides aminés, nécessaires pour la maturation des œufs. Ce repas sanguin prélevé sur un vertébré (mammifère, amphibien, oiseau), est ensuite digéré dans un endroit abrité (Guillaumot, 2006). Dès que la femelle est gravide, elle se met en quête d’un gîte de ponte adéquat pour le développement de ses larves. La ponte a lieu généralement au crépuscule. Le gîte larvaire est une eau stagnante ou à faible courant, douce ou salée (Ayitchedji, 1990).
Phase aquatique : Quelques jours après la fécondation, suivant les espèces, les œufs de diverses formes (fusiformes, allongés, renflés dans leur milieu et parfois munis de minuscules flotteurs latéraux) sont pondus par la femelle dans différents milieux. La ponte est souvent de l’ordre de 100 à 400 œufs et le stade ovulaire dure deux (2) à trois (3) jours dans les conditions de: température du milieu, pH de l’eau, nature et abondance de la végétation aquatique de même que la faune associée. A maturité, les œufs s’éclosent et donnent des larves de stade 1 (1 à 2 mm) qui, jusqu’au stade 4 (1,5 cm) se nourrissent de matières organiques, de microorganismes et même des proies vivantes (pour les espèces carnassières). Malgré leur évolution aquatique, les larves de moustiques ont une respiration aérienne qui se fait à l’aide de stigmates respiratoires ou d’un siphon. La larve stade 4 est bien visible à l’œil nu par sa taille. Elle a une tête, qui porte latéralement les taches oculaires et les deux antennes. Viennent ensuite le thorax et l’abdomen. Au bout de six (6) à dix (10) jours et plus, selon la température de l’eau et la disponibilité en nourriture, la quatrième mue donne naissance à une nymphe: c’est la nymphose (Guillaumot, 2006). Généralement sous forme de virgule ou d’un point d’interrogation, la nymphe, mobile, ne se nourrit pas durant tout le stade nymphal (phase de métamorphose) qui dure un (1) à cinq (5) jours. Elle remonte de temps à autre à la surface de l’eau pour respirer et plonge vers le fond, dès qu’elle est dérangée. A la fin de ce stade, la nymphe s’étire, son tégument se fend dorsalement et, très lentement, le moustique adulte (imago) s’extirpe de l’exuvie : c’est l’émergence, qui dure environ quinze (15) minutes au cours desquelles l’insecte se trouve exposé sans défense face à de nombreux prédateurs de surface (Rodhain et Perez, 1985).
Technique d’élevage
Les larves récoltées dans les gites d’étude sont maintenues en élevage au laboratoire dans des récipients contenants 250 ml d’eau déchlorurée. La nourriture est un mélange de biscuit 75% et de levure 25% (Rehimi et Soltani, 1999).
Lorsque les larves atteignent le stade nymphal, elles sont placées dans des récipients et déposées dans des cages cubiques avec une armature en bois, couverte de tulle comportant sur le coté, un manchon de tulle de 20cm de longueur sur 12cm de diamètre pour permettre l’introduction de la main.
Les moustiques mis en cage sont nourris de raisins secs, attaché sur le coté supérieur de la cage sous forme de grappe. Une fois les mâles s’accouplent aux femelles, ces dernières prennent un repas sanguin fourni par un pigeon exposé pendant 30 minutes dans la cage, deux fois par semaine.
Un récipient de 150ml devant servir à la ponte est introduit dans cette dernière. Dans ce récipient d’élevage les femelles pondent des œufs en amas, ceux-ci flottent à la surface de l’eau, une foie les œufs éclos les larves sont nourris tous les 2 à 3 jours d’un mélange de poudre de biscuit 75% et de levure sèche 25%.
Traitement insecticide
Description de Bacillus thuringiensis : Le Bacillus thuringiensis est un bacille à Gram positif, aérobie et sporulé qui est étroitement apparenté à la bactérie Bacillus cereus, il est pratiquement, présent dans tous les sols. Les cellules végétatives mesurent 1μm de largeur sur 5μm de longueur et sont pourvues de courts flagelles ciliés.
Le B. thuringiensis est un produit biologique d’origine naturelle constitué d’une bactérie qui vit dans le sol et les milieux aquatiques. Il est utilisé pour le contrôle des chenilles des lépidoptères nuisibles aux plantes cultivées et aux essences forestières.
Le Bt a été isolé pour la première fois en 1901 par le bactériologiste japonais S. Ishiwata à partir de vers à soie Bombyx mori (L.) infectés. Le Bt est une bactérie ubiquiste qui se rencontre dans le sol, l’eau, l’air et sur le feuillage. Il se distingue du B. cereus par sa capacité de produire une protéine cristallisée durant la sporulation .
Le Bt produit un corps d’inclusion parasporal de nature crystalline durant la sporulation. Ce cristal est constitué de protéines. Un grand nombre de ces protéines cristallisées apparentées ont été identifiées. Un seul cristal peut renfermer plusieurs types de protéines. Pour dénouer une situation aussi confuse, (Höfte et Whiteley, 1989) ont proposés, d’une part, un système de classification qui repose sur la structure des protéines cristallisées et sur la gamme d’hôtes, et d’une autre part, les gènes codant leur synthèse. Plus de 14 gènes codant cette synthèse ont été décrits et d’autres protéines présentant des propriétés insecticides ont été identifiées récemment (Lereclus et al, 1993).
Les protéines cristallisées exercent leurs effets sur l’hôte en lysant les cellules épithéliales de l’intestin moyen et en provoquant la paralysie du tube digestif. L’insecte infecté cesse de se nourrir et finit par mourir s’il ne parvient pas à se rétablir. Une fois ingérés, les cristaux se dissolvent dans l’environnement alcalin de l’intestin moyen de l’hôte.
La protéolyse de la protéine cristallisée solubilisée ou protoxine produit le fragment toxique. Une fois liée à des récepteurs spécifiques présents sur les membranes des cellules épithéliales de l’intestin moyen, la toxine induit la formation de pores dans la membrane des cellules épithéliales et ce faisant, provoque la mort des cellules et de la larve infectée.
Préparation des larves pour un essai de lutte par Bacillus thuringiensis : Dans le but d’un essai de lutte par le Bacillus thuringiensis, on prépare quatre récipients de 200 ml contenant chacune 100ml d’eau de pluie ou eau de source, et dans chaque récipient on introduit 10 larves de stade L4 de Culex pipiens. Après des essais préliminaires, nous avons déterminé trois doses à administrer aux larves de L4 (25mg/l, 12,5mg/l et 6,25mg/l), chaque dose est appliquée à 3 répétitions, avec une préparation témoin, et on note la mortalité de 24 heures à 120 heures de traitement.
Table des matières
1. INTRODUCTION
2. MATERIEL & METHODES
2.1. Description de la zone d’étude
2.1.1. Caractéristiques géographiques
2.1.2 Caractéristiques climatiques
2.1.2.1 La Température
2.1.2.2. Les Précipitations
2.1.2.3. Humidité
2.1.2.4. Vents
2.1.3. Caractères bioclimatiques
2.1.4. Biodiversité de la région
2.1.4.1. Richesse floristique
2.1.4.2. Richesse faunistique
2.2. Présentation des sites d’étude
2.2.1. Site d’El-Mellah
2.2.2. Site de Brabtia
2.3. Description du modèle biologique
2.3.1. Systématique des Culicidae
2.3.2. Morphologie externe et biologie des Culicidae
2.3.2.1. Œufs
2.3.2.2. Larve
2.3.2.3. Nymphe
2.3.2.4. L’adulte
2.3.3. Cycle de développement
2.4. Echantillonnage
2.5. Technique d’élevage
2.6. Identification taxonomique des Culicidae
2.7. Méthodes d’exploitation des résultats par des indices écologiques
2.7.1. Les indices écologiques de Composition
2.7.2. Les indices écologiques de structure
2.8. Traitement insecticide
2.8.1. Description de Bacillus thuringiensis
2.8.2. Préparation des larves pour un essai de lutte par Bacillus thuringiensis
2.8.3. Description du Daphné gnidium
2.8.4. Préparation des doses pour un essai de lutte par Daphné
2.9. Analyse statistique
3. RESULTATS
3.1. Structure du la faune Culicidienne
3.2. Inventaire des espèces de Culicidae récoltées dans la région d’étude
3.2.1. Composition de la faune Culicidienne
3.2.2. Répartition des espèces inventoriées dans les deux subéraies
3.2.3. Phénologie des espèces des Culicidae
3.3. Description des espèces inventoriées
3.4. Analyse des Résultats par les Indices écologiques
3.4.1. Les Indices écologiques de composition
3.4.1.1. La richesse spécifique
3.4.1.2. La richesse moyenne
3.4.1.3. Abondance relative ou fréquence centésimale
3.4.1.4. La constance ou indice d’occurrence des Culicidae
3.4.2. Les Indices écologiques de structure
3.4.2.1. L’indice de diversités (Shannon-Weaver)
3.5. Traitements insecticides sur les larves de Culex pipiens
3.5.1. L’effet des extraits du daphné sur les larves L4 de Culex pipiens
3.5.1.1. Etude des paramètres toxicologiques du daphné à l’égard des larves de culex pipiens
3.5.2. L’effet du Bacillus thuringiensis (Bt) sur les larves L4 de Culex pipiens
3.5.2.1. Etude des paramètres toxicologiques du Bt à l’égard des larves de culex pipiens
4. Discussion
4.1 Etude taxonomique
4.2 Etude toxicologique
Références bibliographiques
Résumé
