Extraction des phytolithes

Les phytolithes d’autres espèces végétales

La seconde partie de ce travail a été consacrée à l’étude de plusieurs types d’espècesde plantes représentatives et très répandues contenant des phytolithes en proportions significatives, et se trouvant sous des conditions climatiques et sols différents. Les végétaux sélectionnés ont été prélevés en fin de cycle, c’est-à-dire à leur stade mature avant leur mortou leur chute (à l’hiver) car c’est à ce stade où en principe ils ont incorporé le maximum d’éléments chimiques. En effet, les végétaux se chargent du printemps à l’automne, par l’intermédiaire des racines, en différents éléments, qui seront par la suite relargués dans le sol, au cours de leur décomposition.

Les aiguilles de mélèze (Larix gmelinii)

Les mélèzes sont des arbres du genre Larix originaires des régions tempérées en altitude de l’hémisphère nord. Ils font partie de la famille des Pinacées. Ils atteignent facilement 20-45 mètres de haut.
Les aiguilles de mélèzes étudiées sont de l’espèce Larix gmelinii et ont été collectées en Russie dans la région du Poutorana, en septembre 2005, au moment de leur chute. Le
plateau de Poutorana situé au sud de la péninsule Taïmyr (Figure 15) est composé de couches de basaltes d’épaisseur supérieure à 2 Km qui se développent sur un territoire de 250000 Km². La précipitation annuelle varie entre 470 et 670 mm (580 mm en moyenne) avec 30% de neige. En août, les précipitations pendant 3-4 jours consécutifs peuvent atteindre 50 mm. La température moyenne en hiver est de – 44°C et en juillet de + 14°C. Le permafrost est présent sur tout le territoire et son épaisseur est comprise entre 80-150 m en fond de vallée et 300-400 m sur le plateau. En été, la surface est dégelée jusqu’à 0.3-0.8 m de profondeur.
Les mélèzes appartiennent à la famille du pin et présentent une caractéristique inhabituelle chez les conifères puisqu’ils perdent leur feuillage: leurs feuilles souples en aiguilles, réunies en bouquets denses (Figure 17), tombent à l’automne et de nouvelles feuilles n’apparaissent pas avant le printemps suivant.

Les feuilles d’orme blanc (Ulmus laevis Pall.)

Les ormes sont des arbres du genre Ulmus et ont un feuillage caduc avec des feuilles alternées, simples, et dentelées. Les feuilles récoltées (Figure 18) proviennent d’un orme blanc tricentenaire (Ulmus laevis Pall.) de la réserve naturelle d’Askania-Nova en Ukraine (Figure 19) située dans la steppe de Tavriya et ont une forme ovale avec une taille ne dépassant pas les 10 cm. Cette espèce d’orme, originaire d’Europe centrale et orientale, peut atteindre jusqu’à 30 mètres de hauteur. Le substrat sur lequel se trouvait l’orme est composé de schistes carbonatés.

Les graminées (Poaceae)

Quatre espèces de plantes de la famille des graminées (ou poacées) ont été étudiées et ont toutes été prélevées en Mongolie et dans la plaine de Russie centrale. Ces espèces sont : 1) Agropyron fragile (ou herbe sibérienne de blé), caractéristique des plaines d’Europe orientale (Sibérie et Mongolie notamment); 2) Agropyron desertorum (ou herbe groupée de blé) dont le système racinaire est adapté aux milieux arides avec une bonne pénétration en profondeur ; 3) Festuca valesiaca (ou fétuque du Valais), caractéristique des milieux secs et chauds ; et 4) Elytrigia repens (ou chiendent commun, mais aussi appelé blé rampant), possédant de puissants rhizomes et poussant dans les prairies, pelouses, bois,…
Ces quatre espèces sont représentées sur les photographies de la Figure 20.

Les fougères (Dicksonia squarrosa)

Une espèce de fougère a aussi été étudiée dans ce travail, il s’agit de Dicksonia squarrosa. Les feuilles ont été ramassées au mois de janvier dans le parc National situé dans la partie centrale de l’île du Sud (pays de Jade) de Nouvelle-Zélande. Le mois de janviercorrespondant au milieu de l’été dans cette région du globe. Ces fougères, caractéristiques de la région, sont de grande taille et ressemblent à de véritables arbres. Des photographies de Dicksonia squarrosa sont représentées sur la Figure 21.

Extraction des phytolithes

Les phytolithes des végétaux décrits dans les sections 1, 2, 3 et 5 précédentes ont été extraits du matériel végétal à partir d’une méthode de calcination sèche (dry ashing method) adaptée de celle de Parr et al, 2001a, b (En ce qui concerne les phytolithes de graminées, section 4 précédente, ils ont été fournis gracieusement par Dr. N.K. Kisileva, Institute ofEcology and Evolution, Russian Academy of Science). Cette méthode utilise un four, del’acide chlorhydrique(HCl) à 10% et de l’eau oxygénée (H2O2) à 15% pour respectivementbrûler, détruire les carbonates et la matière organique. Elle consiste en plusieurs étapes bien distinctes qui sont : 1) Laver le matériel végétal à l’eau ultra pure Milli-Q, le faire sécher dans une étuve à 50°C et le broyer durant 3 min. à l’aide d’un broyeur en agathe ; 2) Transférer le matériel dans des creusets et chauffer à 500°C pendant 8 heures ; 3) Sortir les creusets du fourettransférer le contenu dans des tubes en polypropylène (0.2g par tubes) ; 4) Ajouter 10 mL d’HCl à 10 % dans chaque tube ; chauffer dans un bain-marie à 70°C pendant 20 min. ; 5) Centrifuger à 3500 trs/min. pendant 5 min. et vider la phase liquide ; 6) Rincer avec de l’eau ultra pure Milli-Q, centrifuger à nouveau à 3500 trs/min. pendant 5 min. et vider la phase liquide ; 7) Ajouter 10 mL d’ H2O2 à 15% ; chauffer dans un bain-marie à 70°C pendant 20 min. ; 8)Centrifuger à 3500 trs/min. pendant 5 min. et vider la phase liquide ; 9) Rincer avecde l’eau ultra pure Milli-Q, centrifuger à nouveau à 3500 trs/min. pendant 5 min. et vider la phase liquide. (à répéter deux fois) 10) Sécher à 50°C pendant 48 heures dans une étuve. Les masses mises en jeu dans ce protocole d’extraction ayant été mesurées, ont permis de déterminer les pourcentages de cendres restantes après le passage au four et de biomasse restante après l’attaque HCl/H2O2 qui sont reportés dans le tableau 3. La surface spécifique, mesurée par adsorption d’azote en utilisant la méthode BET(décrite ultérieurement), a été déterminée pour tous les phytolithes extraits et les résultats obtenus sont également reportés dans le tableau 3.

Observation au Microscope Electronique à Balayage (MEB) couplée à une analyse élémentaire in situ (EDS, Energy Dispersion Spectrometry)

Les phytolithes de tous ces végétaux ont ensuite été observés au MEB afin de caractériser leur morphologie et leur topographie, et ont aussi été analysés par EDS, correspondant à une spectrométrie X à sélection d’énergie, qui permet une analysequantitative des éléments présents dans le micro volume excité des phytolithes. L’avantage del’analyse EDS est qu’elle est très rapide car il ne faut que 100 secondes pour analyser lespectre complet des éléments.
L’analyse EDS des phytolithes a permis de constater que le protocole d’extraction des phytolithes du matériel végétal est efficace et que la biomasse restante n’est composée essentiellement que de silicium et d’oxygène avec parfois pour certains, quelques éléments en traces (Al, Ti, …).
Les microphotographies obtenues par le MEB pour ces phytolithes sont représentées sur les figures 22 à 28.
La présence d’éléments en traces dans ces phytolithes révélée par l’analyse EDSimplique la nécessité de procéder à un dosage précis de ces éléments par ICP-MS Agilent (Spectromètre de masse couplée à une torche à plasma), permettant de faire une analysechimique de l’ordre du ppb (µg/L). Pour ce faire, une attaque HF/HNO3 en salle blanche est nécessaire au préalable pour la préparation dans des conditions stériles des échantillons àanalyser. Cette méthode, expliquée dans le détail un peu plus loin, a été appliquée sur les phytolithes de prêle, d’aiguilles de mélèzes, de feuilles d’orme et de fougère. Les résultats acquis sont reportés dans le tableau 3.
On pourra noter toutefois que l’extraction de phytolithes à partir de feuilles de bouleau (Betula pubescens) et d’aiguilles de pin Laricio (Pinus laricio) a été faite, mais la biomasse restante à la fin de l’extraction étant trop faible, seules des observations au MEB ont pu être réalisées. Les microphotographies des phytolithes de ces deux espèces sont représentées sur les Figures 29 et 30.

Les litières végétales

La troisième partie de ce travail portera sur l’étude expérimentale de la dégradation de plusieurs litières végétales différentes : Des litières de prêles (Equisetum arvense), d’aiguilles de mélèze (Larix gmelinii) et de feuilles d’orme (Ulmus laevis Pall.), dont les origines sontdécrites respectivement dans les sections I-B-1, I-B-2 et I-B-3, mais aussi des litières d’aiguilles de pin Laricio (Pinus laricio), provenant de Meurthe-et-Moselle (54 ; Nord-Est de la France) et fournies par Mr Gérard de l’INRA de Nancy, et des litières de feuilles de bouleau (Betula pubescens) récoltées dans les Hautes-Pyrénées (65 ; Sud de la France).
Afin que la dégradation de ces litières soit la plus réaliste possible, c’est-à-dire qu’elle soit la plus représentative de ce qui se passe dans le milieu naturel, la matière organique a étéprélevée à l’automne, juste avant la chute sur le sol comme cela a été expliqué dans la section I-B.
L’étude de la dégradation de ces litières a pour but de quantifier le relargage des éléments chimiques dans le sol par ces litières au cours du temps en fonction de plusieursfacteurs comme la température ou le pH.
Pour cela, les litières ont subi un prétraitement. En effet, elles ont été préalablementtriées manuellement pour enlever les éventuels débris étrangers ou insectes puis lavées à l’eauultra pure Milli-Q, dans le but de retirer les impuretés, et ont été séchées dans une étuve à50°C pendant 48 heures. Pour finir elles ont été broyées durant 3 min dans un broyeurautomatique en agathe (à noter que une partie de litière d’aiguille de mélèze a aussi été broyée durant 30 minutes). Dans le cadre de certaines expérimentations, la litière broyée a étéstérilisée dans un autoclave à 115°C durant 30 minutes.
La surface spécifique de certaines de ces litières broyées a aussi été mesurée par laméthode BET sous adsorption d’azote (N2) après un dégazage allant de 20 à 72 heures à 85°C et sont reportées dans le tableau 4 qui suit :