Présentation de T. absoluta

Présentation de T. absoluta

T. absoluta est un microlépidoptère de 6 à 7 mm de long et de 8 à 10 mm d’envergure. Les deux paires d’ailes et le corps sont recouverts d’écailles. Les antennes sont filiformes et représentent le 5/6 des ailes. Les adultes s’activent tôt le matin et au crépuscule. Figure 8. T. absoluta d’après Povolny (1994) (G x 7~). www.agriculture-biodiversité-oi.org 200×107 T.absoluta, espèce multivoltine, peut avoir 10 à 12 générations par an (Vercher et al, 2010). Le cycle biologique varie, entre 29 et 38 jours, selon les conditions environnementales (température, photopériode et humidité) ; en effet, il est de 76,3 jours à 14°C, 39,8 jours à 19,7°C et 23,8 jours à 27,1°C (Hernandez-Fernandez et al., 2011). Le cycle biologique est caractérisé par quatre stades de développement, œuf, larve, nymphe et adulte. Embranchement :…………….Arthropoda Sous embranchement :……….Hexapoda Classe:…………………………………Insecta Ordre :……………………….. Lepidoptera Sous-Ordre : .Heteroneura-Heterocera Super famille :………………Gelechioidea Famille :………………………..Gelechiidae Sous famille :………………..Gelechiinae Genre :…………………………………….Tuta Espèce :………………………….T. absoluta Les œufs, de petite taille (0,36 mm de long 0,22 mm de large) ont une forme ovale ou cylindrique (Marcano, 2007 ; Korycinska & Moran, 2009). Ils sont de couleur blanc crème après la ponte puis orange marron avant éclosion (Tab. 1A). Les larves ou chenilles, pénètrent dans la plante dès l’éclosion (Collet et al., 2010). Elles passent par quatre stades larvaires, reconnaissables à la couleur qui est blanchâtre au premier stade (L1 : 0,9 mm) (Tab. 1C) et verte au deuxième et troisième stade (L2 :4,5 ; L3:5,6 mm) (Tab.1 D, E) ; au stade (L4 : 7,5 mm), la face dorsale se colore en rouge (Tab. 1F). A la fin de ce dernier stade, les larves cessent de s’alimenter et débutent la nymphose. La nymphe ou chrysalide est le stade correspondant à la métamorphose. La nymphose peut avoir lieu sur le sol, les feuilles ou à l’intérieur des mines. La chrysalide, de forme cylindrique et de couleur marron (Margarida, 2008), est recouverte par un cocon blanc et soyeux (Tab. 1G). A ce stade la distinction sexuelle est possible (Fernandez & Montagne, 1990) ; en effet, les chrysalides mâles sont en taille et en poids inférieures (poids ~3 mg ; longueur ~ 4mm ; largeur ~ 1 mm) aux chrysalides femelles (poids ~ 4,5 mg ; longueur ~ 4,5 mm ; largeur ~ 1,3 mm). L’adulte est un petit papillon de couleur gris argenté avec des tâches noires sur les ailes antérieures (Tab. 1H). Les femelles ont l’abdomen plus clair (brun crémeux), plus large et plus volumineux que les mâles (Estay & Bruna, 2002). Les femelles pondent leurs œufs au niveau de la partie aérienne de la plante hôte, (jeunes bourgeons et feuilles). La femelle pond 40 à 50 œufs par ponte et peut aller jusqu’à 260 œufs durant toute sa vie (Anonyme3, 2010). 13 MATERIEL ET METHODES Figure 9. Cycle biologique de T .absoluta (Photos : ephytia.inra.fr) Tableau 1. Les stades de développement de T.absoluta (Photos : www.fredonpaca.fr) A : Œuf. B : Larve éclose C : Stade larvaire 1. D : Stade larvaire 2. E : Stade larvaire 3. F : Stade larvaire 4. G : Nymphe. H : Adulte. 

Élevage en laboratoire

Les échantillons biologiques de T.absoluta (Lepidoptera) ont été collectés dans une serre des feuilles de tomate infestée au niveau de la localité de Besbes (Wilaya d’El Tarf ; 36° 42’ 08’’ Nord et 7° 50’ 50’’ Est) puis transportés au laboratoire. L’élevage à été réalisé dans des mini-serres de tomates correspondant à un pot de 25 cm de diamètre environ recouvert par un socle plastifié (Vercher et al., 2010) ; chaque pot contient un plant de tomate où les insectes évoluent. L’élevage est maintenu dans des conditions contrôlées avec une température de 25 à 28°C, une photopériode de 12 heures et une humidité à 70 à 80 % environ. Dans le cadre de notre étude, deux lots d’insectes ont été sélectionnés, le premier pour la série témoin, et le second pour la série traitée au Spinosad. Les expérimentations ont été réalisées après deux générations d’élevage en Laboratoire. Dans le cadre de notre étude, différentes séries de mini-serres ont été constitués: une première série pour les témoins, une deuxième série pour la génération traité 0 (G0) et une dernière pour la descendance de la G0 ou la génération 1 (G1). Figure 10. Minis serres de tomates (Original) 15 MATERIEL ET METHODES 2. Présentation de l’insecticide Le Spinosad découvert dans la nature, est issu de la fermentation d’une bactérie, Saccharopolyspora spinosa (Figs. 11,12). Le Spinosad (Fig. 13) est composé de deux Spinosynes, Spinosyne A : C41H65NO10 avec un poids moléculaire de 731,98 g/mol et Spinosyne D : C42H67NO10 avec un poids moléculaire de 746,0 g/mol. La formulation commerciale utilisée est Success 480 SC (DowAgroSciences, Indianapolis, USA (SC: suspension concentrée 480g/l « Tracer »). Figure 11. Surface épineuse de la bactérie (Ishaaya & Horowitz, 1998) Figure 12. Coupe longitudinale de la bactérie (Ishaaya & Horowitz, 1998) Figure 13. Structure chimique du Spinosad (Ishaaya & Horowitz, 1998) .

Traitement des insectes et tests de toxicité

La formulation commerciale du Spinosad a été utilisée, par application topique (1 µl par insecte) sur des larves du dernier stade de T. absoluta. Le Spinosad a été dilué dans l’acétone et après un screening préalable, différentes doses 30, 40, 80, 120, 240, 2400, 6000 ng ont été testées. L’essai pour chaque dose est conduit en utilisant 3 réplications qui comportent chacune 30 insectes; une série témoin est conduite en parallèle et les individus reçoivent uniquement le solvant (1 μl). Cette série d’expérience a été menée afin de caractériser la toxicité du Spinosad à l’égard de T.absoluta en déterminant les doses correspondant à 50 et 90% d’inhibition de la mue nymphale nommées ensuite DI 50 et DI 90 respectivement. Les pourcentages d’inhibition observée pour les séries témoins et traitées, ont été obtenus à partir des mues nymphales incomplètes, des larves mortes ou bloquées dans leur exuvie. Ces valeurs sont ensuite corrigées selon Abott (1925) afin d’éliminer la mortalité naturelle et / ou l’inhibition. Les pourcentages d’inhibition corrigées, après transformation angulaire (Fisher et Yates, 1957) subissent une analyse de variance suivie du test HSD de Tukey afin d’établir l’effet du pesticide et le classement des doses. Enfin, la régression non linéaire exprimant le pourcentage d’inhibition corrigée en fonction du logarithme de la dose a permis d’estimer, les doses d’inhibition DI50 et DI90 avec leurs limites de confiance (95% FL) et le Hill Slope. Tous les traitements utilisés ont été réalisées à la DI50 de la mue nymphale. L’échantillonnage a été menée pendant deux générations successives: la génération parent (G0) et sa descendance (G1) à différents stades de développement.