Caractérisation de la fongitoxicité des huiles essentielles

Caractérisation de la fongitoxicité des huiles essentielles

Environ 25-50% de la production fruitière mondiale est perdue à cause de dégâts et maladies après-récoltes (FAO, 2013), ces maladies survenant elles-mêmes suite à des blessures et des contaminations par des champignons phytopathogènes (Sholberg and Conway, 2004; Strange and Scott, 2005). Auparavant, les composés toxiques utilisés contre le développement de ces champignons étaient surtout de nature synthétique et chimique tels captan, thiram, cyprodinil, chlorothalonil, azoxystrobin, et kelthane (Smith et al., 2016). Mais ces produits sont souvent associés à des retombées néfastes au niveau écologique, mais aussi sanitaire dues aux résidus laissés sur les fruits (Ardjouma et al., 2005; Chauzat and Faucon, 2007; Sharma and Pongener, 2010). L’apparition d’un nouveau concept prônant l’utilisation de produit biologique, rendant des services environnementaux et à coût modéré, à la place de produits chimiques pouvant être néfastes pour l’environnement et à la santé, a conduit de nombreuses entreprises à investir dans un label écologique par l’exploitation des huiles essentielles (HE) comme répulsifs d’insectes nuisibles et préservateurs alimentaires (Janisiewicz and Korsten, 2002; Sivakumar and Bautista-banos, 2014).

Dans le domaine de la protection post-récolte des fruits, de plus en plus de recherches ont vu le jour sur la capacité des HE à inhiber le développement de champignons phytopathogènes à l’origine de ces maladies (Shaaban et al., 2012). Ces pathogènes sont présents sur l’arbre fruitier atteint de maladie, les spores se propagent sur les fruits et se fixent sur ces derniers avant la récolte et germent lorsque les changements métaboliques emmenés par la maturation des fruits le permettent (Webster and Weber, 2007). Dans le cas de l’anthracnose de la mangue, causée par le genre Colletotrichum asianum ou C. gloeosporioides, dans les bonnes conditions de température, d’humidité et de lumière, ces spores sont des conidies et germent en appressorium, une structure infectieuse capable de pénétrer la défense du fruit (Ibarra-garza et al., 2015; Verhoeff, 1974). Ces appressoria pénètreront la peau du fruit à travers les stomates, développeront un dispositif de nutrition appelée haustorium à l’intérieur des cellules du fruit. Ce haustorium affectera le métabolisme primaire et secondaire de la cellule hôte, évoluera en un mycélium qui produira des conidies qui seront libérées par éclatement de la cellule hôte et qui infecteront d’autres cellules du fruit par le même procédé. Il en résulte une désorganisation interne et progressive des cellules du fruit à partir du site d’infection, qui accélérera sa sénescence et se manifeste à l’extérieur par des taches accompagnées ou non de suintance et de hyphe mycélien, parfois même des conidies (Ploetz et al., 2015). Le genre Fusarium engendre directement une infection sans passer par le stade appressorial et le developpement d’haustorium, en s’insinuant entre les cellules et en se pénétrant directement le contenu cellulaire.

– certains micro-organismes antagonistes pouvant inhiber les pathogènes des fruits (Sharma et al., 2009). L’utilisation des bactéries comme Pseudomonas et des levures comme Sporobolomyces a donné de bons résultats contre Penicillium sur les pommes (Borcard, 1998). Des améliorations ont été apportées en incorporant ces organismes antimicrobiens et antifongiques ainsi que d’autres produits fongicides dans des coatings favorisant le maintien de la qualité du fruit. Le coating le plus connu et le plus efficace est le chitosan (il y en a d’autre, tout aussi naturel comme le gel d’Aloes vera, la cellulose, la pectine) un polysaccharide dérivé (acétylé) de la chitine extraite de la carapace des crustacés. Il peut aussi diminuer le pouvoir infectieux de l’inoculum et dans cet axe, homogénéise aussi la dispersion des gouttelettes d’HE sur le fruit (Bill et al., 2014; Dhall, 2016; Sivakumar and Bautista-banos, 2014). Il est utilisable à la fois au stade pré et post-récolte (Herna and Herna, 2006). L’incorporation de Bacillus subtilis et Trichoderma spp. dans ces coatings ont donné de bons résultats sur les mangues éthiopiennes (Admasu et al., 2014). En effet, le genre Trichoderma semble être un antagoniste fort de C. gleosporioides à l’origine de l’anthracnose des mangues (Prabakar et al., 2008).

La mise au point d’un traitement alternatif commence par la mise en évidence d’une activité toxique d’un produit vis-à-vis d’un organisme cible. Un cadre in vitro est approprié à la poursuite d’un tel objectif dans la mesure où il procure un maximum de contrôle sur les conditions environnementales, qu’elles soient abiotiques telles la température, l’humidité, ou biotiques telles que la compétition pour le nutriment ou pour le produit lui-même. Cette toxicité in vitro est par la suite transférée in vivo, afin de trouver les modalités réelles dans lequel le produit conserverait sa toxicité et par conséquent son efficacité contre le pathogène et la pathologie sur des fruits en conservation.