Étude de la régulation de l’expression des gènes tardifs du virus d’Epstein-Barr

Étude de la régulation de l’expression des gènes tardifs du virus d’Epstein-Barr

 L’expression de gènes couplée à la réplication de l’ADN viral

De manière concomitante à la réplication de l’ADN viral, certains gènes viraux vont être exprimés grâce au déplacement d’un facteur répresseur cellulaire. Par exemple le gène codant pour la protéine IVa2 est sous le contrôle d’un promoteur constitué d’une séquence située entre -60 et -38 en amont du TSS, riche en GC et d’une autre séquence comprise entre – 20 et -35. De plus, un élément INR est retrouvé à cheval sur le site d’initiation de la transcription (-7/+13). Ce promoteur est également composé d’une région riche en TA : TATAGAA, qui ressemble à la TATA-box canonique, située entre +21 et +29 après le TSS (sur le brin non codant). Ce domaine est à priori fixé par le complexe général de transcription TFIID (Carcamo et al., 1990; Chen and Flint, 1992; Kasai et al., 1992). L’expression de l’ARNm de IVa2 est par ailleurs augmentée en présence de E1A (Natarajan and Salzman, 1985). En plus de posséder des régions activatrices, une séquence inhibitrice de la transcription a été identifiée ultérieurement entre les positions +14 et +19 du TSS sur le promoteur de IVa2 (Chen et al., 1994). En revanche, le facteur cellulaire répresseur n’a toujours pas été caractérisé. Il a été cependant démontré in vitro que la réplication jouait un rôle majeur dans la levée de l’inhibition de ce promoteur par un effet de titration, due à l’augmentation du nombre de matrice d’ADN (Huang et al., 2003). Ces résultats ont été confirmés in vivo par mutations de la région inhibitrice du promoteur IVa2, aboutissant à une augmentation de l’expression de l’ARNm correspondant. (Iftode and Flint, 2004). En 2010, une découverte majeure a permis de mieux comprendre le passage entre phase précoce et tardive. Un nouveau promoteur, nommé L4P (promoteur L4) a été caractérisé (Morris et al., 2010). Ce promoteur est situé dans la région codante de L4-100K et contrôle l’expression d’un gène codant deux protéines essentielles au virus : L4-33K et L4- 22K. Une séquence INR, située au niveau du site d’initiation de la transcription, tout comme pour le promoteur de IVa2 est présente (Morris et al., 2010). Une TATA-box non consensus TACGAAA, située en -30 avant le TSS a également été identifiée. Néanmoins, son rôle dans le promoteur L4P semble peu évident. En revanche, trois sites de fixation pour TFII-I ont été caractérisés : le premier chevauche la TATA-box, le second est situé sur la séquence INR et le dernier est situé trente nucléotides en aval du TSS (cf. figure 21). Cependant, seul les deux premiers sites semblent réprimer l’activité transcriptionnelle du L4P par la fixation de TFII-I %’ sur ces séquences cibles. La répression du promoteur L4P réalisée par TFII-I peut être levée par la protéine E4 orf3 (considérée comme activatrice du promoteur L4P), uniquement en présence de la séquence INR. Il a été également révélé que L4-33K inhibait l’activité transcriptionnelle de L4P dans un système transitoire, contrairement à L4-22K (Wright et al., 2015). Outre L4-22K, d’autres protéines virales ont été démontrées comme activatrice du promoteur L4P : E1A, E4 orf3 et IVa2, sans en connaître le mécanisme (Morris et al., 2010). De plus, la protéine cellulaire p53 est retrouvée associée au niveau du promoteur L4P, sans pour autant connaître les séquences de fixation, et active ce dernier. La présence de E4 orf3 et IVa2 augmente d’autant plus le rôle activateur de p53 dans la transcription à partir du L4P. Cependant, l’association entre p53 et L4P est transitoire car elle est observée seulement entre 10 et 14h post-infection, en parfaite corrélation avec le début de l’expression des gènes vitraux tardifs. Cette liaison peut être bloquée par les protéines L4-22K et L4-33K, toutes deux issues du gène sous contrôle de L4P. Cette observation suggère un rétro-contrôle négatif de la part de ces facteurs viraux sur leur promoteur (Wright and Leppard, 2013). Figure 21 : Représentation schématique de la structure d’un promoteur intermédiaire d’adénovirus. Les gènes viraux synthétisés en même temps que la réplication de l’ADN viral possèdent des promoteurs différents. Toutefois, le promoteur le plus important demeure probablement le L4P qui permet l’expression des facteurs viraux, essentiels au passage de la phase précoce à tardive. L4P est constitué d’une séquence INR ainsi que d’une boîte non canonique TATA, située une trentaine de nucléotides en amont du TSS. Le facteur cellulaire p53 stimule avec différents facteurs viraux (E1A, E4 orf3 et IVa2) ce promoteur. En revanche, trois séquences de fixation pour le facteur cellulaire TFII-I sont présents et ont un rôle inhibiteur de la transcription. Cette inhibition est levée à l’aide de la protéine E4 orf3 qui semble contrecarrer cet effet. Enfin, comme pour IVa2, il semble évident que la réplication de l’ADN viral active ce promoteur, probablement grâce aux modifications de la chromatine engendrées par la réplication de l’ADN viral mais aussi à l’augmentation du nombre de matrices promotrices. Ainsi, la découverte du promoteur L4P régulant l’expression du gène codant pour les protéines virales L4-22K et L4-33K explique le changement de la phase précoce à la phase  tardive de l’infection. En effet, ces facteurs viraux, exprimés de manière concomitante avec la réplication de l’ADN viral ont un rôle dans l’expression des gènes viraux tardifs (Farley et al., 2004). D’ailleurs, de très nombreuses études ont démontré l’implication de ces deux facteurs dans l’expression des gènes viraux tardifs, ce que nous développerons ultérieurement. 3) La transcription des gènes tardifs. Chez les adénovirus, les gènes viraux tardifs sont regroupés dans une unité de transcription majeure, produisant ainsi plus de vingt ARNm différents, divisés en cinq familles : L1 à L5. Chaque famille a son site de polyadénylation en 3’. L’expression des vrais ARNm viraux tardifs est dépendante d’un unique promoteur tardif majeur (nommé MLP). Au début de l’infection, tous ces ARNm sont transcrits à un niveau basal (mais non retrouvés dans le cytoplasme (Shaw and Ziff, 1980)), contrairement à la période tardive où ils sont efficacement exprimés et traduits. Le promoteur tardif est constitué d’une boîte TATA canonique, d’une séquence riche en GC autour de la TATA-box (amont et aval) ainsi que d’un élément INR. Des sites de liaison à des facteurs de transcription sont également localisés en amont du TSS : CAAT box et UPE (Éléments en amont du promoteur), situés entre -80 et -52 avant le TSS (cf. figure 22) (Hen et al., 1982; Hu and Manley, 1981; Logan and Shenk, 1986; Lu et al., 1997; Sawadogo and Roeder, 1985). Figure 22 : Représentation schématique de la structure du promoteur tardif majeur d’adénovirus. Le promoteur majeur des gènes viraux tardifs est le seul qui permette la synthèse d’une vingtaine d’ARNm. Celui-ci, massivement étudié pour comprendre les mécanismes de régulation de la transcription, est caractérisé par la présence d’une boîte canonique TATA, située trente nucléotides en amont du TS et cernée de séquences riches en GC. En amont de cette boîte sont retrouvés des éléments de réponse à des facteurs cellulaires, au rôle redondant. Une séquence INR, absolument nécessaire à la transcription est également présente au niveau du TSS. De plus, une région s’étendant du +37 au +125 après le TSS, divisée en trois régions (R1, R2 et R3) est fixée par différents facteurs : L4-22K et IVa2. L’ensemble de ces facteurs interagissent et conduisent à l’activation de la transcription des gènes viraux tardifs. ! »#$#%&' »()* »+,-(./!(0( ! » »# $%# &'()#*+,-./#+++####### 012# 023# )1)1(2#3( 456( 04# $%1# 711)82#3(&%(9!:( &5#,.67)# &5#,.67)# 089# 0:2# 6;( $14# $38# 6<(=(6>( $89# $%2:# %) Un peu plus en aval, des séquences situées entre +37 / + 68 et +80 / +125 sont présentes. Elles sont nommées R1 (+37 à +68), R2 (+80 à +96) et R3 (+113 à +125), ou DE pour R2 et R3 (Downstream Elements, R2=DE1 et R3=D2). Ces régions semblent coopérer avec les éléments situés en amont du TSS (Leong et al., 1990; Mondésert and Kédinger, 1991) (cf. figure 22). La majorité de ces éléments sont conservés (hormis UPE, remplacé par un site de liaison à Sp1) entre les différents adénovirus, ce qui tend à confirmer leur implication dans l’activité transcriptionnelle du MLP (Song and Young, 1997; SONG et al., 1996). Ce promoteur MLP est régulé par de nombreux facteurs cellulaires qui peuvent lier la TATA-box, en l’occurrence TFIID avec les facteurs associés et le reste de la machinerie transcriptionnelle, ARN pol II comprise (Burton et al., 1986). La région UPE est liée par le facteur cellulaire USF (Sawadogo and Roeder, 1985). Les séquences riches en GC, situées en amont du TSS, sont fixées par Maz et Sp1 (Parks and Shenk, 1997). La coopération entre facteurs cellulaires semble essentielle pour l’activité transcriptionnelle de ce promoteur car des mutations dans certaines séquences réduisent cette activité. Néanmoins, il semble que les rôles des sites CAAT et UPE soient redondants car ils peuvent se suppléer (Reach et al., 1991). Ainsi, le recrutement de ces facteurs de transcription cellulaire permet de comprendre comment les gènes viraux tardifs sont légèrement exprimés lors des étapes précoces du cycle productif d’adénovirus. La forte activité transcriptionnelle observée lors des étapes tardives du cycle productif est due à l’activité trans-activatrice de E1A ainsi qu’à la présence des séquences DE qui correspondent aux sites de fixations de protéines virales trans-activatrices (Mondesert et al., 1992). La protéine IVa2 (DEF-B) fixe en dimère la région DE2 et la région DE1 (Tribouley et al., 1994) avec L4-22K (DEF-A) pour former un hétérodimère. L4-22K peut également s’attacher à la région DE2 mais avec une affinité moindre que pour DE1 (Lutz and Kedinger, 1996; Ostapchuk et al., 2006) (cf. figure 22). IVa2 n’est pas capable d’activer seule le promoteur tardif majeur, contrairement à la protéine L4-22K (Tribouley et al., 1994). Les résultats de ces expériences réalisées in vitro, ont été confirmés dans un contexte infectieux en mutant les régions DE (Pardo-Mateos and Young, 2004). Néanmoins, l’action de IVa2 et L4- 22K dans un système rapporteur luciférase sous contrôle du MLP est modeste comparée à celle du virus complet, ce qui tend à prouver que d’autres facteurs viraux peuvent être impliqués dans cette régulation (Morris and Leppard, 2009). Par ailleurs, il semble que %* d’autres séquences de fixation à L4-22K soient présentes dans ces régions DE (Backström et al., 2010). En effet, il a été démontré très récemment que L4-22K était fixée à une séquence située juste après le TSS du promoteur tardif majeur, entre +37 et +68 (région R1) (cf. figure 23) (Lan et al., 2015). Cette région a déjà été montrée comme importante pour l’activité du MLP sans pour autant connaître le(s) facteur(s) associé(s) (Leong et al., 1990). Toutefois, L4- 22K se fixe avec moins d’affinité à cet élément qu’aux séquences DE. La liaison de L4-22K à la région R1 inhibe légèrement l’activité transcriptionnelle du MLP, tout comme Sp1 et probablement avec d’autres facteurs cellulaires encore non identifiés (Lan et al., 2015). Cette étude ayant été réalisée avec un système rapporteur, il aurait été intéressant d’observer par Chromatine Immuno-Précipitation (ChIP) la fixation de Sp1 au cours du cycle viral sur cette séquence (comme avec p53 sur le L4P). Il est possible qu’en contexte d’infection, cette observation soit erronée puisqu’il a été démontré que Sp1 activait la transcription du promoteur tardif majeur en se fixant sur deux séquences riches en GC juste avant la TATAbox et -166 avant le TSS du MLP (Parks and Shenk, 1997). Figure 23 : Représentation schématique des régions présentes en aval du site d’initiation de la transcription du promoteur tardif majeur et des facteurs viraux associés. Trois régions situées en aval du TSS sont nécessaires à l’expression des gènes viraux tardifs : R1, R2=DE1 et R3=DE2. Ces éléments sont fixés par des protéines virales intermédiaires. IVa2 (DEF-B) est capable de se fixer en dimère sur la partie 5’ de DE2 et en hétérodimère avec L4-22K (DEF-A) sur la région DE1. Cette dernière protéine virale est elle aussi capable de fixer en dimère la partie 3’ de la région DE2 et de lier la région R1. L’ensemble de ces éléments va stimuler la transcription des gènes viraux tardifs à un niveau très élevé. Un autre facteur cellulaire, MAZ, lie ces deux séquences mais aussi deux autres sites plus en amont (deux vers la TATA-box et deux vers -160), et ce avec une meilleure affinité. La surexpression de ces deux facteurs cellulaires (Sp1 et MAZ) active le promoteur tardif  majeur dans les essais rapporteurs luciférase au même niveau qu’en contexte infectieux. L’activité du MLP est drastiquement augmentée lorsque ces deux facteurs sont en présence de E1A, d’autant plus que ces facteurs interagissent ensemble. (Parks and Shenk, 1997). Outre son implication dans la transcription des gènes viraux tardifs, L4-22K induit une réduction légère de l’expression des gènes viraux intermédiaires IVa2 et IX alors qu’ils sont exprimés juste après le début de la réplication de l’ADN viral. Ces résultats laissent supposer un rôle de stabilisation de L4-22K à un niveau post-transcriptionnel sur ces protéines. En effet, la trans-complémentation d’un vecteur d’expression codant pour la protéine L4-22K restaure le profil d’expression des gènes viraux IVa2 et IX, contrairement à la protéine L4- 33K. (Morris and Leppard, 2009). Hormis ce rôle sur les gènes intermédiaires, L4-22K stimule l’expression des gènes viraux tardifs (en se fixant aux séquences DE), engendrant par conséquent l’extinction des gènes viraux précoces (Wu et al., 2012). D’autres études plus récentes ont confirmé que l’absence des deux protéines virales, issues du transcrit L4 (L4-22K et L4-33K), engendre une diminution drastique de l’expression des ARNm virus tardifs, corroborant des résultats plus anciens (Wu et al., 2012, 2013). Cette réduction peut être compensée pour certains ARNm par la surexpression de L4-100K qui stimule la traduction des ARNm tardifs. Le rôle transcriptionnel de L4-22K a déjà été évoqué précédemment. Concernant L4- 33K, il est connu pour être un facteur d’épissage des ARNm viraux tardifs et être impliqué dans leur expression. En effet, son absence entraine une diminution drastique de l’expression des gènes viraux tardifs. Cette déficience mène également à l’accumulation des ARNm de L1- 52/55K, L4-100K et L4-22K, exprimés juste avant les gènes tardifs. Ces résultats mettent en avant un problème de transition entre gènes viraux précoces et tardifs (Wu et al., 2013).

L’épissage des ARNm tardifs

une étape clé dans leur expression. Une autre étape importante régule l’expression des ARNm viraux tardifs. En effet, il semble que les protéines E4 orf3 et E4 orf6 jouent un rôle prépondérant dans la stabilité des ARNm en agissant au niveau post-transcriptionnel. L’absence de ces deux protéines induit un défaut d’export des ARNm viraux tardifs dans le cytoplasme et les stabilisent dans le noyau (Bridge and Ketner, 1989; Sandler and Ketner, 1989) en agissant au niveau d’une région & » située en 5’ de l’ARNm (tripartite leader) (Nordqvist and Akusjärvi, 1990; Öhman et al., 1993). De plus, il est montré que E4 orf3 favorise l’épissage constitutif alors que E4 orf6 favorise l’épissage alternatif (Nordqvist et al., 1994). L’ARNm de L1-52/55K est retrouvé très précocement au cours de l’infection dans le cytoplasme car il est traduit en protéine au contraire de IIIa, pourtant issu du même pré ARNm. Cette différence s’explique par une régulation très fine de l’épissage. En effet, les ARNm de L1-52/55K et IIIa sont issus d’un pré-ARNm commun où le dernier intron est épissé en utilisant un site 5’ donneur unique et deux sites accepteurs 3’, générant ainsi deux ARNm distincts après épissage. Cependant, le pré-ARNm de IIIa est très faiblement voire pas du tout épissé au début du cycle viral productif. Ceci est dû à la présence d’un élément répresseur, nommé 3RE, situé au niveau du site de branchement de l’épissage, dans l’intron (cf. figure 24). Les protéines SR (Serine/Arginin-rich protein), stimulent généralement l’épissage. Dans cette situation, SRSF2, 4 et 6 se fixent sur la région 3RE et bloquent le recrutement des facteurs du spliceosome au niveau de ce site 3’ d’épissage. Cet enchainement empêche l’épissage de IIIa et va favorisé la formé épissée de L1-52/55K (cf. figure 24). En effet, la présence de cette séquence 3RE dans l’exon de L1-52/55K stimule son épissage de la même manière que la surexpression des protéines SR (Kanopka et al., 1996). Néanmoins, ce bloquage est réversible par l’intermédiaire de la protéine E4 orf4. Cette dernière interagit avec une des phosphatases cellulaires PP2A. Le complexe E4 orf4 — PP2A va conduire à la déphosphorylation des protéines SR, en interagissant notamment avec SRSF1 et d’autres protéines SR hyperphosphorylées. Cet événement va ainsi bloquer la liaison des SR sur le pré-ARNm et permettre l’accès au spliceosome. Ces données expliquent l’expression de IIIa uniquement dans les étapes tardives du cycle viral (Kanopka et al., 1998; Nilsson et al., 2001). En plus de la région 3RE, une autre séquence est importante dans le contrôle de l’épissage de ce pré-ARNm : 3VDE (cf. figure 24). Il s’agit d’une séquence « enhancer » d’épissage fixée par la protéine L4-33K (Mühlemann et al., 2000). Cette dernière peut également lier la séquence 3RE. Elle est capable d’induire à elle seule la modification du profil d’épissage du pré-ARNm de L1 en faveur de IIIa, probablement en recrutant le spliceosome (Törmänen et al., 2006). En effet, il est possible d’imaginer le recrutement de facteurs cellulaires du spliceosome sur ces éléments cis-régulateurs (3RE et 3VDE) afin de &# réguler l’épissage des gènes viraux tardifs car deux éléments vont dans ce sens. Premièrement, E4 orf4 relève l’inhibition de l’épissage induit par la protéine SRSF1 au niveau des séquences 3RE. Deuxièmement, le domaine C-Terminal de L4-33K est similaire aux protéines SR (Biasiotto and Akusjärvi, 2015). Néanmoins, aucune étude n’a pour l’instant identifié les facteurs du complexe cellulaire d’épissage recruté par L4-33K. Ainsi, l’ensemble de ces évènements permettrait de contrôler et réguler l’expression des ARNm viraux tardifs lors des différentes phases du cycle viral. Figure 24 : Représentation schématique du contrôle de la régulation de l’épissage de la région tardive L1. La région L1 code pour deux protéines virales (L1-52/55K et IIIa) issues d’un même pré-ARNm. Cet ARN va être contrôlé au cours du cycle viral afin d’obtenir un profil d’expression différentiel des facteurs viraux. Lors de l’étape précoce du cycle viral, seule L1-52/55K est exprimée. Ceci est dû à la présence de facteurs cellulaires nommés SR (protéines Sérine/Arginine riches) qui sont hyperphosphorylées (représentés par des P). Ces protéines vont se fixer au niveau de la région intronique de IIIa : 3RE (Elément Répresseur de IIIa). De ce fait, le recrutement de la machinerie d’épissage (spliceosome) est bloqué. Cette action va empêcher l’épissage de IIIa et va favoriser la forme épissée L1-52/55K. À l’inverse, lors de l’étape tardive du cycle viral, la protéine E4 orf4 va interagir avec la phosphatase cellulaire PP2A, entrainant une déphosphorylation des protéines SR et permettre le recrutement du spliceosome. De plus le facteur L4-33K, produit intermédiaire du virus, va aller se fixer sur le  site de branchement d’épissage en 3’. Il semble suffisant pour recruter à lui seul le spliceosome et induire l’épissage de IIIa. 

La traduction des ARNm viraux

est favorisée lors de l’étape tardive de l’infection. En plus de subir un contrôle au niveau de l’épissage, les ARNm viraux tardifs sont efficacement traduits à l’aide d’une région nommée « tripartite leader ». Elle est composée de deux cent nucléotides et est situé dans la région 5’ non codante, juste derrière le TSS. Cette région « tripartite leader » est présente dans la majorité des transcrits viraux tardifs (Logan and Shenk, 1984). De plus, le facteur viral protéique L4-100K a été révélé comme étant un stimulateur de la traduction des ARNm viraux tardifs (Hayes et al., 1990) et possède un domaine de liaison à l’ARNm dans cette région tripartite en 5’ non codante (Xi et al., 2004). Bien que coiffés comme les ARNm cellulaires, les ARNm viraux tardifs sont traduits de manière différente. En effet, la petite sous-unité ribosomique 40S est recrutée de manière coiffe-dépendante » mais ne scanne pas la partie 5’ non codante (à contrario des ARNm cellulaires) et migre directement derrière le codon d’initiation de la traduction (Yueh and Schneider, 1996). La fixation de L4-100K sur la séquence « tripartite-leader » est couplée avec l’interaction de L4-100K à eIF4G. Ceci permet le recrutement du ribosome 40S au site d’initiation de la traduction (cf. figure 25). De plus, L4-100K augmente le niveau des protéines eIF4E, eIF4G et PABP associées au polysomes, en présence des ARNm contenant la région tripartite leader, facilitant ainsi la traduction uniquement des ARNm viraux tardifs (Xi et al., 2004). À cette stimulation de la traduction des ARNm viraux tardifs est associée une extinction de la traduction des ARNm cellulaires. Cet impact est dû à l’inhibition de l’interaction entre eIF4G et la kinase de eIF4E : Mnk1. En effet, cette dernière (Mnk-1) interagit avec L4-100K, qui elle même est associée à eIF4G au niveau de son domaine de.Le complexe d’initiation de la traduction cellulaire coiffe-dépendante est assuré par le complexe protéique eIF4F. Il est constitué de différentes protéines : eIF4E (protéine liant la coiffe de l’ARNm) et sa kinase Mnk1, eIF4A (l’ARN hélicase), eIF4G (protéine adaptatrice). eIF4G interagit avec la PABP (polyA-binding protein) et le facteur de traduction cellulaire eIF3 qui recrute la petite sous-unité ribosomisque 40S. La phosphorylation de eIF4E par sa kinase Mnk1 est prépondérante pour l’initiation de la traduction et est assurée uniquement lorsque ces deux derniers facteurs sont associés à eIF4G (Pyronnet et al., 1999) &% liaison habituel à Mnk1. Cette étape va empêcher la phosphorylation de eIF4E et semble réduire l’association entre eIF4A et eIF4G. Par conséquent, l’ensemble de ces évènements sous-entend un défaut dans l’assemblage du complexe d’initiation de la traduction coiffedépendante des ARNm cellulaires au profit des ARNm viraux tardifs (Cuesta et al., 2000, 2004). Figure 25 : Représentation schématique de la stimulation de la traduction des ARNm viraux tardifs par L4-100K. La protéine virale L4-100K va se fixer sur la séquence tripartite leader et va interagir avec le facteur de traduction eIF4G. Cette interaction va bloquer le recrutement de Mnk1, empêchant la phosphorylation de eIF4E. Le ribosome 40S sera recruté de manière coiffe-dépendante et n’effectuera pas de scanning de la 5’ non codante de l’ARNm viral. Il sera directement déposé au niveau du site d’initiation de la traduction pour plus d’efficacité. Ainsi, les promoteurs d’adénovirus et les mécanismes les régulant sont bien plus complexes que ceux des bactériophages et des baculovirus car la simplification des promoteurs des gènes viraux au cours du cycle productif de ces derniers n’est pas retrouvée chez les adénovirus. En effet, les gènes viraux précoces sont sous le contrôle de promoteurs similaires à ceux des gènes cellulaires. Ils sont constitués de nombreuses séquences cisrégulatrices, fixées par différents facteurs de transcription. Les gènes viraux transcrits de manière concomitante à la réplication de l’ADN viral sont sous le contrôle de facteurs cellulaires répresseurs, titrés lors de la réplication du génome viral. Ces protéines intermédiaires vont stimuler la transcription d’autres facteurs intermédiaires, qui eux même vont jouer un rôle prépondérant dans l’augmentation de la transcription des gènes viraux tardifs (cf. figures 23, 24 et 26). Enfin, les gènes viraux tardifs sont très finement régulés au niveau transcriptionnel par des séquences cis-régulatrices sur lesquelles sont fixées des facteurs généraux de transcription cellulaires et viraux. Ils sont également sujets à des Tripartite leader ARNm viral tardif coiffe 200 nucléotides eIF4G eIF4E Ribosome 40S n (A)AAAAAAAAAA PABP Ribosome 40S L4-100K Mnk1 && mécanismes de régulation post-transcriptionnels tels que l’épissage, l’export et la traduction qui sont régulés par des facteurs viraux (cf. figure 26).