Bactéries histaminogènes et mécanismes d’accumulation de l’histamine

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METHODES DE DOSAGES DE L’HISTAMINE

De nombreuses méthodes ont été publiées dans la littérature scientifique, et sont utilisées pour le contrôle. Parmi celles-ci figurent les tests de fraîcheur basés sur la détection par voie immuno-enzymatique de l’histamine. Toutefois, des méthodes plus fiables, dites de « référence », quantitatives et reconnues scientifiquement depuis près d’un demi-siècle sont à ce jour les plus utilisées dans les laboratoires d’analyses.

Méthodes de « référence »

Les méthodes de référence utilisées actuellement sont des méthodes spectrofluorimétriques. On peut citer :
 Méthode de séparation HPLC ou CLHP (Chromatographie Liquide Haute Performance) retenue par le règlement européen n°2073/2005 ;
 Méthode AOAC 977.13 : méthode de référence aux Etats-Unis et pour le Codex Alimentarius.
Ces méthodes sont à la fois précises, sensibles et reproductibles mais demandent un équipement sophistiqué.

Méthode de séparation HPLC ou CLHP

Cette méthode est basée sur une extraction acide de l’échantillon, suivie d’une séparation par HPLC. En raison de la structure des molécules, la détection se fait par l’intermédiaire de dérivés fluorescents préparés automatiquement en sortie de colonne de chromatographie. Cette automatisation permet de garantir une bonne répétabilité et un seuil de quantification de 5mg/kg (5ppm).
 Principe de la méthode :
Les amines biogènes sont extraites par l’acide perchlorique 0,2 M et marquées au chlorure de dansyle ; la dérivation des amines est nécessaire pour la détection en absorption UV à 254nm des dérivés dansylés. Après dérivation, la proline est ajoutée pour fixer l’excès de chlorure de dansyle. La solution est saturée par ajout de toluène. Après décantation, la phase organique contenant les dérivés d’amines biogènes est récupérée après congélation de la phase aqueuse puis évaporée à froid sous flux d’azote. Le résidu sec contenant les amines dérivées est redissous dans 200ml d’acétonitrile, filtré sur membrane de porosité 0,2 mm puis injecté en HPLC. Les amines sont séparées sur une colonne en utilisant un gradient d’élution eau/acétonitrile. La durée de la séparation est de 30 min. Le chromatogramme présente les 7 pics des amines classiques et celui de l’étalon interne.

Méthode AOAC

 Principe de la méthode :
L’histamine est extraite par broyage de 10g de chair en présence de 90ml d’acide trichloracétique à 10%. L’extrait trichloracétique est filtré puis purifié par transfert dans le réservoir de la colonne chromatographique contenant 5g de résine tamponnée à pH 4,62. L’histamine est ensuite récupérée au moyen d’une solution d’acide chlorhydrique 2N dans un flacon jaugé de 20ml qui sera complété au trait de jauge. Elle subit une réaction de condensation avec l’orthophtaldéhyde (0,1ml) en présence de soude normale (1ml). Au bout de 3,5 minutes, après agitation, on ajoute 2 ml d’acide chlorhydrique 0,7N puis on mesure la fluorescence de la solution inconnue après avoir réglé le zéro de l’appareil sur le blanc-réactif et le 100% sur la solution étalon.

Autre méthode de séparation utilisée par les laboratoires : Chromatographie en Phase Gazeuse (CPG)

 Principe de la méthode :
L’histamine est extraite de l’échantillon grâce à une solution alcaline de méthanol puis injecté dan s la colonne chromatographique pour être dosée. Le dosage de l’histamine ainsi contenue dans l’échantillon de chair du poisson prend moins de 20 minutes. La lecture est possible jusqu’à 5000 ppm (BAO-SHYUNG, JIH-TERNG, YOUK-MENG, 2003). C’est une méthode quantitative rapide et très fiable. Elle permet, tout comme l’HPLC, de détecter la présence d’autres amines biogènes.

Quelques méthodes utilisées pour les analyses de routine

En complément aux méthodes utilisées en laboratoire, des techniques rapides ne nécessitant pas d’équipement lourd, ont été développées.

Méthode de séparation :

Chromatographie sur Couche Mince (CCM) La chromatographie sur couche mince permet, dans certaines conditions, une bonne séparation de l’histamine.
 Principe de la méthode :
Sont utilisées comme références, des échantillons de poisson exempts d’histamine auxquels sont ajoutées des quantités connues d’histamine. L’échantillon à analyser et les échantillons de référence sont attaqués par l’acide trichloracétique à 10 % afin de précipiter les protéines. Les acides aminés et l’histamine passent dans le filtrat. Celui-ci peut être conservé à température ambiante plusieurs semaines sans subir d’altération gênante pour le dosage de l’histamine. Les dépôts de déféquât trichloracétique sont effectués avec précision sur plaque d’alumine. Après séchage de la plaque, l’histamine est éluée à température ambiante par le mélange éthanol-ammoniaque. L’élution dure environ deux heures pour un déplacement du front de solvant de 10 cm.

Méthodes enzymatiques

 Principe :
Le test est basé sur une réaction antigène-anticorps (Test RIDASCREEN – DIFFCHAMB). Les puits de la plaque de microtitration sont sensibilisés avec l’histamine. Les solutions étalons ou les échantillons et l’anticorps anti-histamine sont distribués dans les puits. L’histamine libre et celle fixée sur la paroi du puits vont entrer en compétition pour se fixer sur le site de liaison de l’anticorps anti-histamine (réaction immuno-enzymatique de type compétition). Après lavage, des anticorps couplés à la peroxydase sont ajoutés. Ces anticorps vont se fixer aux complexes anticorps-histamine déjà formés. Tout conjugué non fixé sera alors éliminé par des lavages. Le substrat de l’enzyme et le chromogène sont alors distribués et l’ensemble est laissé à incuber. Le conjugué fixé transforme le chromogène en un produit bleu. L’addition de solution stop conduit à un changement de coloration du bleu au jaune. La densité optique est mesurée à 450 nm sur un lecteur de microplaque. Les valeurs obtenues sont inversement proportionnelles à la concentration de l’échantillon en histamine.

Méthodes immuno-enzymatiques : les kits de dosages

Méthodes qualitatives

A la recherche d’un test rapide et performant, la confédération des industries de traitement des produits de la pêche maritime (CITPPM) a demandé à TRANSIA-DIFFCHAMB de développer un test qui pouvait répondre au cahier des charges initial suivant :
– fiable et facile à interpréter,
– simple d’emploi (utilisable au pied du bateau),
– rapide (ordre de grandeur : 30 mn),
– faible coût (inférieur au coût de la perte qu’il prévient).
Le kit de détection rapide de l’histamine développé par TRANSIA-DIFFCHAMB et répondant au cahier des charges à été validé en 1995 par l’AFNOR.
 Principe du test :
Le test est basé sur une réaction immuno-enzymatique de compétition et utilise comme support réactionnel des tubes à hémolyse au fond desquels sont solidement fixés des anticorps monoclonaux spécifiques de l’histamine. Dans un premier temps, l’utilisateur doit broyer quelques grammes de poisson dans une solution d’extraction et doit, avec deux réactifs appropriés, réaliser l’opération qui consiste à complexer l’histamine préalablement extraite de la chair. Dans un deuxième temps, les extraits sont déposés dans les tubes réactionnels (1 tube par échantillon). Un tube par série est utilisé comme témoin négatif, un tube par série est utilisé pour la réalisation d’un témoin positif. Un conjugué histamine/enzyme est immédiatement ensuite ajouté dans chaque tube. L’histamine conjuguée entre alors en compétition avec l’histamine libre présente dans l’extrait pour se fixer aux anticorps spécifiques. Plus la quantité d’histamine dans l’extrait est forte, moins le conjugué histamine/enzyme peut se fixer aux anticorps. Après incubation de 45 minutes à température ambiante, un lavage des tubes est soigneusement réalisé à l’eau distillée ou déminéralisée afin que ne demeurent dans les tubes réactionnels que les éléments fixés aux anticorps.
L’étape finale consiste à ajouter un mélange substrat + chromogène dans chacun des tubes et à laisser incuber 10 minutes.
 Interprétation des résultats : L’interprétation est simple à réaliser :
– Coloration bleue du tube échantillon > coloration du tube témoin positif = échantillon négatif : moins de 100mg d’histamine/kg ;
– Coloration bleue du tube échantillon < coloration du tube témoin positif = échantillon positif : supposé contenir au moins 100mg d’histamine/kg. Il est alors recommandé de confirmer l’échantillon par une méthode d’expertise (CCM ou HPLC). Même si une lecture visuelle est toujours possible, le fabriquant recommande l’utilisation d’un lecteur de densité optique (spectrophotomètre adapté), la lecture de faisant dans le jaune à 450nm (après ajout d’une solution d’arrêt).

Méthodes semi-quantitatives

La méthode immuno-enzymatique sur support solide (méthode ELISA pour Enzyme-Linked Immuno Sorbent Assay) repose sur la mise en compétition de l’histamine contenue dans l’échantillon avec de l’histamine exogène marquée, toutes deux entrant en compétition pour se fixer sur des anticorps spécifiques. Elle est disponible dans des trousses permettant une utilisation facile et une application à des séries importantes d’échantillons.
 Principe :
Après extraction avec une solution d’acide trichloracétique, l’histamine est couplée à la parabenzoquinone. Le complexe est alors détecté dans un test ELISA (enzyme Linked Immuno Sorbent Assay) par compétition, par des anticorps spécifique, qui sont fixés à la surface de tubes en polystyrène. Les différents kits semi-quantitatifs proposés peuvent être utilisés pour des teneurs en histamine comprises entre 25 et 200 ppm. Une fois les échantillons préparés, la densité optique est lue sur un spectrophotomètre et la valeur indiquée comparée avec les différentes valeurs de densité optique lues à partir des différentes solutions étalons (et concentration en histamine connue : 25; 50; 100 et 200 ppm).
 Résultats :
– DO (densité optique) étalon 25 ppm ≤ DO de l’échantillon ≤ DO du témoin : la teneur en histamine de l’échantillon est inférieure ou égale à 25 ppm ;
– DO de l’étalon 50 ppm ≤ DO de l’échantillon ≤ DO de l’étalon 25 ppm : la teneur en histamine de l’échantillon est comprise entre 25 et 50 ppm ;
– DO de l’étalon 100 ppm ≤ DO de l’échantillon ≤ DO de l’étalon 50 ppm : la teneur en histamine de l’échantillon est comprise entre 50 et 100 ppm ;
– DO de l’étalon 200 ppm ≤ DO de l’échantillon ≤ DO de l’étalon 100 ppm : la teneur en histamine de l’échantillon est comprise entre 100 et 200 ppm ;
– DO de l’échantillon ≤ DO de l’étalon 200 ppm : la teneur en histamine de l’échantillon supérieure ou égale à 200 ppm.

ETUDE EXPERIMENTALE

MATERIEL ET METHODES

Cadre d’étude

Cette étude s’est déroulée dans la ville de Dakar au Sénégal (Figure 2). Elle s’est effectuée d’une part dans le laboratoire du service qualité de la Société d’Exploitation – Société Nouvelle des Conserveries Du Sénégal (SE – SNCDS) et d’autre part dans le laboratoire de microbiologie alimentaire de l’EISMV de Dakar.
Figure 2 : Carte administrative du Sénégal
(Source : http:// www.ausenegal.com/decouvrir/cart_ sen.htm)

Présentation de la SE-SNCDS

Située au môle 10 du port autonome de Dakar, la Société d’Exploitation – Société des Nouvelles Conserveries Du Sénégal (SE – SNCDS) a été crée en 1968 par des pêcheurs Français. A partir des années 1990, elle devient 100% Sénégalaise. Depuis les années 2000, l’Etat prend la plus grande partie des actions. La SE – SNCDS a un effectif d’environ 1000 personnes dont environ 300 permanents et environ 800 journaliers. Elle a mis en place son système HACCP depuis 1994. Elle est spécialisée dans la production de conserves de thon à eau saumurée, à l’huile et à la sauce tomate. Elle produit autour de 140 tonnes de boîtes de conserves par jour avec une capacité annuelle de 25000t. Les ressources halieutiques de la société proviennent de la zone de pêche FAO 34. L’usine comporte deux lignes de production : une ligne pour du thon précuit (thon flasher cocker) et une ligne pour du thon cru. Les produits sont écoulés sur marché européen pour le thon cru et marocain pour le thon précuit.

Présentation de l’EISMV de Dakar

L’EISMV de Dakar est une institution académique, de formation vétérinaire de base; elle organise aussi des sessions de formation continue et des formations postuniversitaires, et conduit également des travaux de recherche. Son laboratoire de microbiologie alimentaire fait partir des meilleurs laboratoires de la sous-région.

Dosage de l’histamine

Matériel et réactifs

La préparation et le dosage de l’histamine dans des différents échantillons de thon frais ont nécessité un couteau, une glacière et des carboglaces, une balance ultra-sensible marque SARTORIUS, un broyeur Ultra-Turrax®, papier filtre, des pipettes, des béchers, un pH-mètre, un chronomètre, une colonne de chromatographie liquide basse pression (10mm x 150mm) contenant une résine Amberlite C50 type1 et tamponnée à pH 4,62 et un fluorimètre JENWAY 6280 FLUORIMETER (Emission 450nm et Excitation 360nm). Tous les réactifs chimiques utilisés (acide chlorhydrique, soude, acide nitrique, acide trichloracétique, acétate, orthophtaldéhyde) ont été choisis de qualité conforme pour analyses. Le standard d’histamine a été acquis auprès de la société SIGMA-ALDRICH (St Louis, MO 63103 USA).

Méthodes

La méthode qui a été utilisée est celle recommandée par l’AOAC pour le dosage de l’histamine dans les produits halieutiques en utilisant la fluorimétrie (AOAC, 1990 ). Cette méthode a déjà été utilisée par plusieurs chercheurs dont FALL M. et al en 2010.

Echantillonnage

L’étude a porté sur 54 échantillons de thon Listao (Katsuwonus pelamis). L’échantillonnage était réalisé sur des poissons entiers (Listao) congelés. Ces Listaos ont été tirés au hasard dans des cuves (cales de bateau) contenant que des thons Listaos. L’échantillon était prélevé au niveau des parties dorsale et ventrale du poisson après avoir enlevé la peau conformément aux modalités de prélèvement pour la recherche et le dosage de l’histamine comme l’indique la
Figure 3.
Figure 3 : Schémas des prélèvements dorsal et ventral pour le dosage de l’histamine (Source : PELLISSIER P., 2007).
Ainsi, deux prélèvements ont été réalisés par thon : le premier, sous la première nageoire dorsale, était destiné au dosage de l’histamine et le second, dans la partie médiane de la paroi ventrale en dessous du prélèvement précédent, était destiné à l’analyse microbiologique.

Extraction de l’histamine

L’histamine est extraite par broyage de 50g de chair en présence de 50ml d’acide trichloracétique à 10%. L’extrait trichloracétique est filtré puis 0,2ml du filtrat et 20ml de tampon acétate ont été prélevés. Ce mélange a été purifié par transfert dans le réservoir de la colonne chromatographique contenant 5g de résine tamponnée à pH 4,62. L’histamine est ensuite récupérée au moyen d’une solution d’acide chlorhydrique 2N dans un flacon jaugé de 20ml qui sera complété au trait de jauge.

Réaction de condensation et mesure de la fluorescence

L’histamine subit une réaction de condensation avec l’orthophtaldéhyde (0,1ml) en présence de soude normale (1ml). Au bout de 3,5minutes, après agitation, on a ajouté 2ml d’acide chlorhydrique 0,7N puis on a mesuré la fluorescence de la solution inconnue après avoir réglé le zéro de l’appareil sur le blanc-réactif et 100% sur la solution étalon. L’excitation de l’histamine a été réalisée à la longueur d’onde de 360nm et la mesure de la fluorescence émise par celle-ci à 450nm.

Expression des résultats

La concentration en histamine des échantillons est donnée par la formule suivante :
Ce (mg/100g) = [DoE] x [Cs] x 2500 x [Fd] [DoS]
avec :
Ce = Concentration de l’échantillon ; DoE = Absorbance de l’extrait ;
Cs = Concentration du standard ; Fd = Facteur de dilution ; DoS = Absorbance
du standard. Valeur lue x 4,1
Ainsi, le résultat est =

Analyse microbiologique

Matériel et réactifs

L’analyse microbiologique des échantillons de thon frais a nécessité une glacière, des carboglaces, un congélateur et un réfrigérateur pour le respect de la chaîne de froid ; un charriot ; une trousse de dissection stérile ; une balance ultra-sensible de marque SARTORIUS respectant la norme ISO 9001 ; des sacs STOMACHERS 400 stériles sans filtre ; un portoir de ces sacs ; un broyeur STOMACHERR 400 CIRCULATOR ; des pipettes stériles et graduées à écoulement total ; des boîtes à Pétri stériles de diamètre 90mm ; un bec à flemme ; une plaque chauffante ; une autoclave XL LLEQUEUX ; une hotte TELSTAR AV-100 ; des étuves MEMMERT, réglables ; des jarres pour anaérobiose ; des béchers ; des tubes à essai ; des bouteilles ; un homogénéisateur ROTOLAB OSI, des étaleuses, des anses et des galeries pour l’identification des bactéries. Tous les réactifs utilisés (MRS agar, TSC agar, TCBS MODIFIED agar, VRBG agar, EPT, LS, chlorure de sodium, gélose nutritive, supplément sélectif D-cyclosérine) ont été choisis de qualité conforme pour analyses et ont été acquis auprès de la société HUMEAU Laboratoire par l’intermédiaire de la société INTERLABO (B.P :519 Dakar-SENEGAL).

Méthodes

Les méthodes qui ont été utilisées sont celles recommandées par l’ISO et l’AFNOR pour les examens microbiologiques des aliments.

Echantillonnage

L’étude a aussi porté sur 54 échantillons de thon Listao. Ces échantillons étaient représentatifs et étaient prélevés sur les mêmes thons utilisés pour le dosage de l’histamine. Ils sont arrivés, au laboratoire de microbiologie alimentaire de l’EISMV de Dakar, non endommagés, ni modifiés lors du transport et de la conservation grâce au respect de la chaîne de froid. Ils ont subis une décongélation lente en les transférant du congélateur au réfrigérateur (+4°C) 24h avant l’analyse. Dans chaque échantillon, nous avons recherché 4 grandes familles de bactéries considérées par la littérature comme des bactéries histaminogènes c’est-à-dire produisant l’histidine décarboxylase. Il s’agit des Enterobacteriaceae, des Vibrionaceae, des Lactobacillaceae et des Clostridiaceae. Les échantillons soumis à l’essai ont été préparés conformément à la norme ISO 6887-1 et les modes opératoires ont obéit à la norme ISO 7218.

Méthode horizontale pour la recherche des Enterobacteriaceae

Pour préparer la suspension -mère, nous avons prélevé 10g de l’échantillon que nous avons mis dans un sac STOMACHER 400 stérile sans filtre, puis complété avec de l’EPT jusqu’à 100g. Ensuite, ce prélèvement a été broyé par le STOMACHERR 400 CIRCULATOR et enfin, revivifié pendant 30mn à la température ambiante. Quant à l’ensemencement et l’incubation, on a transféré dans une boîte de Pétri stérile 1ml de la suspension-mère à l’aide d’une pipette stérile, puis coulé dans chaque boîte de Pétri, environ 10ml du milieu gélosé à la bile, au cristal violet et au glucose (VRBG) qui avait été préparé selon le protocole du fabricant et refroidi entre 44°C et 47°C au bain d’eau. Ensuite, on a mélangé soigneusement l’inoculum au milieu par des déplacements horizontaux des boîtes de Pétri et laissé le mélange se solidifier en posant les boîtes de Pétri sur une surface fraîche horizontale. Après solidification du mélange, on a ajouté une couche superficielle d’environ 15ml du VRBG afin d’empêcher l’étalement des colonies et d’obtenir des conditions semi-anaérobies. Enfin, on a laissé solidifié et inversé les boîtes de Pétri préparées pour les incuber à l’étuve réglée à 37°C pendant 24h±2h. Au moment de la lecture, seules les boîtes de Pétri contenant des colonies caractéristiques de couleurs roses à rouges ou violettes (avec ou sans halo de précipitation) sont choisies. Nous avons prélevé au hasard 2-5 colonies par boîte en vue du repiquage pour des essais de confirmations biochimiques. Pour ce faire, nous avons ensemencé en strie sur des boîtes de gélose nutritive chacune des colonies sélectionnées et incubé ces boîtes à 37°C pendant 24h±2h. A partir d’une colonie bien isolée sur chaque boîte de Pétri, on a fait l’identification des entérobactéries sur la galerie d’identification ENTEROTUBE II BBLTM.

Méthode horizontale pour la recherche des Vibrionaceae

Pour la préparation de la suspension-mère, nous avons prélevé 10g de l’échantillon que nous avons mis dans un sac STOMACHER 400 stérile sans filtre, puis complété avec de l’EPAS jusqu’à 100g. Ce prélèvement a été broyé par le STOMACHERR 400 CIRCULATOR. D’abord, nous avons réalisé le premier enrichissement sélectif en incubant la suspension-mère à 37°C pendant 6h±1h. Puis, on a prélevé en surface 1ml de la culture obtenue et le transféré dans un tube contenant 10ml d’EPAS. Ce tube a été incubé à 41,5°C pendant 18h±1h. Ensuite, nous avons procédé à l’isolement et à l’identification à partir des cultures obtenues dans l’EPAS, en ensemençant avec une anse la surface d’une boîte de gélose TCBS de façon à permettre le développement de colonies bien isolées. Enfin, on a retourné les boîtes de gélose TCBS pour les placer dans une étuve réglée à 37°C. Après 24h±3h d’incubation, nous avons examiné les boîtes afin de rechercher la présence de colonies caractéristiques de Vibrio spp. qui sont lisses et de couleur verte ou jaune. Nous avons prélevé au hasard 2-5 colonies par boîte en vue du repiquage pour des essais de confirmations biochimiques. Pour ce faire, nous avons ensemencé en strie sur des boîtes de gélose nutritive salée chacune des colonies sélectionnées et incubé ces boîtes à 37°C pendant 24h±3h. A partir d’une colonie bien isolée sur chaque boîte de Pétri, on a fait l’identification par l’essai à l’oxydase.

Méthode horizontale pour la recherche des Lactobacillaceae

La suspension-mère a été obtenue en prélevant 10g de l’échantillon que nous avons mis dans un sac STOMACHER 400 stérile sans filtre, puis complété avec de l’EPT jusqu’à 100g. Ensuite, ce prélèvement a été broyé par le STOMACHERR 400 CIRCULATOR et enfin, revivifié pendant 30mn à la température ambiante. Quant à l’ensemencement et l’incubation, on a transféré 0,1ml de la suspension-mère à l’aide d’une pipette stérile dans une boîte de Pétri stérile pré-coulée avec environ 15ml du milieu gélosé MRS, qui avait été préparé selon le protocole du fabricant et refroidi entre 44°C et 47°C au bain d’eau. Ensuite, à l’aide d’une étaleuse, on a étalé soigneusement l’inoculum sur le milieu de culture MRS. Enfin, on a inversé les boîtes de Pétri préparées pour les incuber à l’étuve réglée à 30°C pendant 24h±2h. Au moment de la lecture, seules les boîtes de Pétri contenant des colonies caractéristiques de couleur blanche sont choisies. Nous avons prélevé au hasard 2-5 colonies par boîte en vue de l’identification par examen microscopique en faisant la coloration de Gram.

Table des matières

INTRODUCTION
PREMIERE PARTIE : SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE
CHAPITRE I : GENERALITES
I.1. Définition et aliments riches en histamine
I.2. Bactéries histaminogènes et mécanismes d’accumulation de l’histamine
I.2.1. Histamine d’origine physiologique
I.2.2. Histamine d’origine bactérienne
I.2.3. Conditions favorisant la libération de l’histamine dans les tissus
I.3. Histamine et santé publique
I.3.1. Toxicité
I.3.2. Symptômes
I.4. Aspects règlementaires et normatifs
I.4.1. Au niveau européen
I.4.2. Au niveau international
CHAPITRE II : METHODES DE DOSAGES DE L’HISTAMINE
II.1. Méthodes de « référence »
II.1.1. Méthode de séparation HPLC ou CLHP
II.1.2. Méthode AOAC
II.2. Autre méthode de séparation utilisée par les laboratoires : Chromatographie en Phase Gazeuse (CPG)
II.3. Quelques méthodes utilisées pour les analyses de routine
II.3.1. Méthode de séparation : Chromatographie sur Couche Mince (CCM)
II.3.2. Méthodes enzymatiques
II.3.3. Méthodes immuno-enzymatiques : les kits de dosages
DEUXIEME PARTIE : ETUDE EXPERIMENTALE
CHAPITRE I : MATERIEL ET METHODES
I.1. Cadre d’étude
I.1.1. Présentation de la SE – SNCDS
I.1.2. Présentation de l’EISMV de Dakar
I.2. Dosage de l’histamine
I.2.1. Matériel et réactifs
I.2.2. Méthodes
I.3. Analyse microbiologique
I.3.1. Matériel et réactifs
I.3.2. Méthodes
I.4. Analyse statistique et exploitation des données enregistrées
CHAPITRE II : RESULTATS ET DISCUSION
II.1. Résultats
II.1.1. Niveau de contamination des thons Listaos par l’histamine
II.1.2. Contamination des thons Listaos par des bactéries histaminogènes en relation avec le taux
d’histamine
II.2. Discussion
II.2.1. Contaminations du lot 1
II.2.2. Contaminations du lot 2
II.2.3. Contaminations du lot 3
II.2.4. Contaminations du lot 4
II.2.5. Contaminations du lot 5
II.2.6. Contaminations du lot 6
RECOMMANDATION
CONCLUSION
BIBLIOGRAPHIE