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LES FACTEURS ANTINUTRITIONNELS
Définition
Les facteurs antinutritionnels (FAN) sont définis comme des composés susceptibles de réduire l’efficacité et la biodisponibilité d’un nutriment sur son site d’utilisation cellulaire. Ce sont des substances qui bloquent, après ingestion, l’utilisation digestive ou métabolique des nutriments (Besançon, 1978).
Les facteurs antinutritionnels dans les graines de légumineuses
Les FAN des légumineuses sont de natures chimiques diverses et de toxicité variable : substances anémiantes (vicine et convicine chez la féverole, responsables du favisme), facteurs de faible digestibilité (tanins, inhibiteurs de protéases, phytates), agents de flatulence (α- galactosides du haricot et du lupin), etc.… (Gerard, 1996).
Les phytates
L’acide phytique ou acide myo-inositol hexaphosphorique de formule brute C6H18O24P6 et de PM 660 Da, est composé d’un radical inositol estérifié par 6 radicaux phosphates.
Figure 4: Structure de l’acide phytique, myo-inositol 1, 2, 3, 4, 5,6 hexaphosphate, à pH neutre Source : Anderson, 1920
Les phytates sont les principaux agents chélateurs des cations bivalents (Mg2+, Fe2+, Zn2+, Ca2+….) des graines de céréales et de légumineuses au cours de la digestion.
L’effet des phytates sur la biodisponibilité dépend de plusieurs facteurs : le pH, la taille et la valence du minéral, le degré de phosphorylation de phytates, ainsi que leur rapport molaire et la matrice alimentaire incluant la présence d’activateurs ou d’autres inhibiteurs de l’absorption intestinale (Harland et Morris, 1995).
Revue bibliographique
Les phytates peuvent également entrainer une diminution de la digestibilité de l’amidon, par la formation de liaisons avec les amylases, ou par la chélation du calcium nécessaire pour le bon fonctionnement des amylases, empêchant ainsi ces enzymes d’hydrolyser l’amidon en glucose (Yoon et al., 1983).
La localisation des phytates varie avec le type de plante : dans le cas des graines de légumineuses, l’acide phytique est dispersé dans les cotylédons.
Le trempage peut entrainer une réduction des teneurs en FAN et notamment en phytates de 53% (voandzou) et de 20-24 % (ambérique) (Rahelimandimby, 2011).
Les composés cyanogénétiques
Il s’agit particulièrement des glycosides, sources de cyanures, qui sont des substances nocives libérées par hydrolyse enzymatique ou chimique de l’acide cyanhydrique. Leur teneur dans les graines de légumineuses couramment consommées est négligeable ; ils sont facilement éliminés par la cuisson dans l’eau (Dadalo et al.,1987).
Les lectines
Les lectines sont des glycoprotéines de masse molaire élevée. Elles sont présentes dans les graines, plus précisément dans le cytoplasme des cellules, comme les protéines de réserve. Elles se forment au cours de la maturation et sont détruites lors de la germination. Les lectines sont surtout fréquentes chez les légumineuses rendant ces dernières inconsommables pour l’homme et pour les animaux supérieurs. Elles sont par contre détruites par le trempage et la cuisson (Andrianirina, 2015).
Certains de ces composés abaissent également la valeur nutritionnelle des protéines végétales natives, par formation d’un complexe avec les polyosides membranaires des entérocytes, entravant ainsi le transport des acides aminés et la digestibilité.
Certaines lectines inhibent la croissance, entraînant une perte de poids, de la diarrhée, et dans certains cas, pour les plus toxiques, la mort. Elles peuvent provoquer une réduction de la taille des villosités intestinaux et une augmentation du renouvellement cellulaire (Cheftel, 1985 ; Bruneton, 1987).
Les inhibiteurs de protéases
Les graines des légumineuses contiennent des inhibiteurs de protéases qui agissent sur les enzymes protéolytiques pancréatiques au cours de la digestion. Il s’agit de protéines de poids moléculaire moyen variant de 8000 à 22000 daltons qui inhibent spécifiquement la trypsine et la chymotrypsine. En effet, ces inhibiteurs complexent les enzymes bloquant ces dernières dans leur action lors de la digestion. Mais, ils sont facilement inactivés par des traitements thermiques à des températures supérieures à 80°C (Cheftel, 1985 ; Cuq, 1992).
Les saponines
Ce sont des substances de nature glucosidique existant à une teneur d’environ 14 g/kg de MS. Certains cultivars peuvent en contenir jusqu’à 21 g/kg de MS (IFT, 1979). Elles sont thermostables et le seul processus permettant leur élimination est la fermentation. Les saponines entrainent la flatulence qui est due à la fermentation des oligosaccharides (raffinose et stachyose) par les microorganismes intestinaux (FAO, 1990).
Les polyphénols
Les polyphénols (flavonoïdes, tanins, acides phénoliques) sont très répandus dans le règne végétal. Il s’agit d’un groupe très diversifié de composés phénoliques plus ou moins polymérisés ou condensés. Les interactions des tanins avec les protéines dans l’aliment et dans le tractus digestif au niveau de la muqueuse intestinale expliquent leurs effets antinutritionnels. En effet, après oxydation, les tanins se lient par l’intermédiaire de liaisons covalentes aux résidus lysine des protéines (Malewiak, 1992).
Cependant, les tanins ayant des propriétés astringentes sont utilisés pour améliorer la palatabilité des aliments, tandis qu’à forte dose cette astringence diminue l’appétibilité, réduit la consommation alimentaire et par conséquent la croissance (Harris et Burns, 1970).
MATERIELS ET METHODES
CHOIX DES VARIETES DE HARICOT
Les échantillons étudiés ont été fournis gracieusement par les chercheurs sélectionneurs du FO.FI.FA. Il s’agit de quatre (04) nouvelles variétés de haricot commun résistantes au stress et codées comme suit : DRKF; CAL 98 ; RIL147(b); RI 5-2.
Les caractères morphologiques, agronomiques et les images de chaque variété sont présentés en Annexes 1, 2, 3.
ANALYSE NUTRITIONNELLE DES GRAINES
Détermination de la teneur en matière sèche
Principe
La méthode utilisée est celle décrite par l’AFNOR (1989) qui consiste en une dessiccation de l’échantillon à une température de 103±2°C.
Mode opératoire
Dix grammes (10 g) d’échantillon sont introduits dans un verre de montre sec préalablement taré. Une opération de séchage, dont la durée correspond à 48 heures, se fait à l’étuve réglée à 103°C jusqu’à l’obtention d’un poids constant (écart < 2 mg). La teneur en eau est donnée par la formule suivante :
Avec : H % : teneur en eau exprimée en g pour 100 g d’échantillon
m0: masse de la capsule vide (en g)
m1 : masse de la capsule avec l’échantillon avant étuvage (en g)
m2 : masse de la capsule avec l’échantillon après étuvage (en g)
Ensuite, la teneur en matière sèche (MS %) est déduite de celle de l’humidité, selon la relation :
MS% = 100 – H%
Détermination de la teneur en cendres brutes
Principe
Les cendres brutes sont obtenues par destruction de toutes particules charbonneuses. Elles contiennent tous les éléments minéraux présents dans l’échantillon (Duvac, 1953; AFNOR, 1993; Laurent, 1991)
Mode opératoire
Cinq grammes (5 g) d’échantillon, pesés à 1 mg près, sont mis dans une capsule pesée préalablement, et ensuite le tout est incinéré pendant environ 5 heures dans un four à moufle à 550°C. La capsule est ensuite refroidie dans un dessiccateur puis immédiatement pesée.
Mode de calcul
La teneur en cendres brutes, exprimée en g pour 100g de l’échantillon est obtenue selon la formule suivante :
Avec
m0 : masse de la capsule d’incinération vide (en g)
m1 : masse de la capsule d’incinération munie de l’échantillon avant incinération (en g)
m2 : masse de la capsule d’incinération munie de l’échantillon après incinération (en g)
Etude des protéines
Détermination de la teneur en protéines totales
Elle est réalisée selon la méthode de Kjeldahl (AFNOR, 1993)
Principe
Il s’agit d’une méthode indirecte de dosage des protéines par détermination de la quantité d’azote des protéines à l’état minéral.
Mode opératoire
La méthode comporte trois (3) étapes :
La minéralisation
Dans un matras du minéralisateur, on introduit 0,5 g d’échantillon; 10 ml d’acide sulfurique concentré 98 % et 0,7 g de catalyseur (mélange de CuSO4 et K2SO4). Le matras est chauffé jusqu’à ce que son contenu devienne limpide, soit environ 6 h.
La distillation
Après refroidissement, le minéralisât, ainsi que l’eau de rinçage du matras, sont transvasés dans le tube pour la distillation en présence de soude 30 %. Le distillat est recueilli dans un bécher contenant 10 ml d’acide borique 4 % et 2 gouttes de réactif de Tashiro.
Le dosage de l’azote
Le distillat contenant l’ammoniac est dosé avec une solution d’acide sulfurique 0,1 N jusqu’à virage de la coloration au rose. Le volume d’acide sulfurique nécessaire est noté.
Résultats
La teneur en azote totale est déterminée selon la formule suivante
N%: Teneur en azote total en g pour 100 g de matière sèche
V : Volume en ml de la solution d’acide sulfurique nécessaire pour obtenir le virage
T : Normalité de la solution d’acide sulfurique utilisée lors du titrage (0,1 N)
m : masse en g de l’échantillon
La teneur en protéines totales correspondante est obtenue en la multipliant par le facteur de conversion 6,25, sachant que les protéines sont constituées par 16 % d’azote (Godon et Loisel, 1991 ; Adrian, 1995).
Détermination quantitative des acides aminés des protéines
La méthode adoptée est celle décrite par Mossé (1990).
Les variations des compositions en acides aminés des protéines des graines sont en corrélation avec leur taux d’azote. Elles obéissent aux mêmes types de relations linéaires qui sont définies par 3 coefficients (a, b et r) déterminables expérimentalement. La connaissance de ces coefficients (Annexe 4) permet de calculer la composition en acides aminés à partir de leur taux d’azote.
Le taux (Ai) d’acides aminés en g pour 100 g de matière sèche est de : Ai = (aiN + bi) / 1000
La concentration (Ci) en acides aminés en g pour 100g de protéines brutes est obtenue par la formule suivante : Ci = 0.016 (ai + bi/ N)
Où : ai est la pente de la droite de régression
bi est l’ordonnée à l’origine
N est le taux d’azote en % MS
Détermination de l’indice chimique et identification de l’acide aminé facteur limitant (FAO/OMS/UNU, 1986)
L’indice chimique est le rapport entre la quantité de chaque acide aminé essentiel contenu dans la protéine considérée et la quantité de chaque acide aminé correspondant de la protéine de référence. Sa détermination est nécessaire pour évaluer la qualité nutritionnelle d’une protéine d’un aliment.
L’acide aminé présentant l’indice chimique le plus faible constitue « le facteur limitant » de la protéine.
IC : Indice chimique
m : mg d’acide aminé par g de protéine
mref : mg d’acide aminé par g de protéine de référence
Afin de voir la performance des protéines des graines de haricot, deux profils de référence en acides aminés essentiels (FAO/OMS/UNU, 1986) ont été utilisés: l’un pour les jeunes enfants âgés de moins de 2 ans et l’autre pour tous les autres sujets, adultes compris (Annexe 5).
Détermination de la teneur en lipides
Principe
La méthode de dosage gravimétrique utilisant le n-hexane comme solvant pour extraire la matière grasse a été mise en œuvre. Après évaporation du solvant, le résidu est séché puis pesé (Wolff, 1991).
Mode opératoire
Dans une cartouche à extraction et recouverte d’un tampon de coton dégraissé sont introduits 5 g de poudre d’échantillon. L’ensemble est placé dans le Soxhlet muni d’un système réfrigérant ascendant et d’un ballon à col rodé préalablement séché et taré. Le n-hexane est versé dans le Soxhlet jusqu’à un volume recouvrant la cartouche, soit environ les 2/3 du ballon. Le tout est placé sur un chauffe-ballon à une température de 30°C pendant 12 h. L’ébullition est stabilisée par des billes de verre. Le solvant d’extraction s’évapore à travers le soxhlet, se condense au niveau du réfrigérant, siphonne et retourne dans le ballon, apportant avec lui les résidus lipidiques. Ce cycle se répète plusieurs fois. Ensuite, le solvant est éliminé au Rotavapor à 50°C ; à la fin, le ballon sec contenant la matière grasse est pesé.
La teneur en lipides est donnée par la relation
Avec
MG% : teneur en matière grasse exprimée en g pour 100 g de matière sèche
m0 : masse de l’échantillon (en g)
m1 : masse du ballon avec les billes de verre avant extraction (en g)
m2 : masse du ballon avec les billes de verre et la matière grasse après extraction (en g)
Etude des substances glucidiques
Détermination de la teneur en glucides
Détermination de la teneur en glucides totaux
Le taux de glucides totaux de l’échantillon est déduit de la différence entre la teneur en extrait sec et la somme des teneurs en protéines, en lipides et en cendres brutes (Adrian et al., 1995) selon la formule :
GT%=100–(P%+MG%+CB%)
GT% : teneur en glucides totaux en g pour 100 g de matière sèche
P% : teneur en protéines en g pour 100 g de matière sèche
MG% : teneur en lipides en g pour l00 g de matière sèche
CB% : teneur en cendres brutes en g pour l00 g de matière sèche.
Dosage de l’amidon
La méthode polarimétrique d’Ewers a été mise en œuvre.
Principe
L’amidon est dispersé par traitement de l’échantillon à chaud par l’acide chlorhydrique dilué. Après défécation et filtration de la suspension, le pouvoir rotatoire de la solution est mesuré par polarimétrie. Le même traitement est effectué sur l’extrait éthanolique à 40 % de la farine d’extraction qui a pour but d’éliminer les glucides solubles capables d’interférer en polarimétrie.
La différence obtenue entre deux mesures polarimétriques multipliée par un facteur spécifique de l’origine botanique de l’amidon conduit à la teneur en amidon de l’échantillon.
Mode opératoire
Le détail de la préparation des réactifs est trouvé dans l’annexe 6.
Détermination du pouvoir rotatoire total P :
Dans une fiole jaugée de 100 ml, 0,5 g de l’échantillon et 10 ml d’acide chlorhydrique à 1,128% sont introduits. Pour obtenir une bonne répartition de la prise d’essai, le mélange est agité et 10 ml d’acide chlorhydrique à 1,128 % y sont à nouveau versés.
Dans les trois premières minutes qui suivent, la fiole est plongée dans un bain d’eau bouillante. La fiole est agitée énergiquement pour éviter la formation d’agglomérats. L’agitation se poursuit pendant le bain, à l’aide de l’appareil agitateur.
Après 15 minutes exactement, la fiole est retirée du bain et 30 ml d’eau froide y sont ajoutées. Pour déféquer les protéines, 2 ml de solution de Carrez I et 2 ml de Carrez II sont ajoutées. Le mélange est bien agité pendant 1 minute, ensuite complété à 100 ml avec de l’eau distillée puis homogénéisé et filtré. Son pouvoir rotatoire est lu au polarimètre.
Détermination du pouvoir rotatoire P’
Un gramme (1 g) de l’échantillon est introduit dans une fiole jaugée de 100 ml avec 10 ml d’éthanol à 40 %. Le mélange est ensuite laissé en attente durant 1 heure à la température ambiante, au cours de laquelle la prise d’essai est agitée énergiquement avec un agitateur de façon à ce qu’elle soit bien mélangée à l’éthanol pour obtenir une suspension. Le volume est complété à 50 ml avec de l’éthanol à 40%, puis homogénéisé, filtré. La suspension est ensuite évaporée jusqu’à obtenir un volume final de 25 ml (dilution ½, coefficient de dilution: 2). Puis elle est introduite dans une fiole de 250 ml, et 2,1 ml d’acide chlorhydrique à 25% y sont ajoutés. La fiole est ajustée à un réfrigérant à reflux puis plongée dans un bain bouillant. Après 15 minutes exactement, elle est retirée du bain et refroidie jusqu’à 20°C.
Pour déféquer les protéines, 2 ml de solution de Carrez I et 2 ml de solution de Carrez II y sont ajoutées. Le volume est ensuite complété à 100 ml avec de l’eau distillée. Le mélange est homogénéisé, filtré et son pouvoir rotatoire est mesuré.
Avec : A% : teneur en amidon en g pour 100 g de glucides totaux
P : pouvoir rotatoire total (degré d’arc)
P’ : pouvoir rotatoire spécifique du glucide simple pour ([ ] = 184,0)
PE : masse de la prise d’essai (g)
L : longueur du tube polarimétrie (dm)
Détermination de la teneur en glucide simple
La teneur en glucide simple est déterminée selon la formule suivante :
Avec GS% : teneur en glucide simple en g pour 100 g de glucides totaux
P’ : pouvoir rotatoire spécifique du glucide simple pour ([ ] = 184,0)
PE : masse de la prise d’essai (g)
L : longueur du tube polarimétrie (dm)
Dosage de l’amylose
La technique mise en œuvre est celle de la norme ISO 6647 (ISO, 1987).
Principe
Par comparaison à une courbe étalon préparée au préalable, la teneur en amylose est déduite par la lecture de la densité optique à 620 nm de prise d’essai mise en suspension dans une solution de NaOH en présence d’une solution d’iode. L’amylose forme avec l’iode une coloration bleue dont l’intensité dépend de la quantité d’amylose présente.
Méthode
L’opération comporte plusieurs étapes qui sont détaillées dans les paragraphes suivants :
– Préparation de la prise d’essai (échantillon)
La farine est dégraissée à l’aide de méthanol 85 % sous reflux durant 8 h dans le Soxhlet. Cent milligrammes (100 mg) de farine de haricot dégraissées sont conditionnés dans une fiole jaugée de 100 ml ; 1 ml d’éthanol et 9 ml de NaOH à 1 M y sont ajoutés. La préparation est chauffée dans un bain-marie bouillant pendant 10 min, et laissée refroidir à la température ambiante. Le volume est ensuite ajusté à 100 ml avec de l’eau distillée, le tout est homogénéisé vigoureusement.
– Préparation de la solution mère d’amylose et amylopectine
La solution mère est préparée comme précédemment mais au lieu de 100 mg de poudre de haricot, on utilise 100 mg d’amylose ou d’amylopectine : 1 ml de cette suspension contient 1 mg d’amylose ou d’amylopectine suivant la préparation.
– Préparation de la gamme de concentration
A partir de la solution mère, une gamme de concentrations de suspension étalon est préparée en utilisant une solution de NaOH à 0,09 mole/l (Annexe 7).
– Développement de la coloration
Pour cela, 5 ml de chaque concentration sont introduites dans une fiole jaugée de 100 ml contenant 50 ml d’eau distillée ; 1 ml d’acide acétique (CH3COOH) et 2 ml de la solution d’iode sont également ajoutés. Le contenu de la fiole est ramené à 100 ml avec de l’eau distillée en agitant le tout. La coloration est développée après un repos de 20 min à l’obscurité. La densité optique est ensuite lue au spectrophotomètre visible à une longueur d’onde de 620 nm.
– Préparation de l’essai à blanc
L’essai à blanc a été effectué parallèlement suivant le même mode opératoire, en utilisant les mêmes quantités de tous les réactifs, mais en utilisant 5 ml de solution d’hydroxyde de sodium à 0,09 mole/l à la place de la solution d’essai ou de la solution étalon.
– Courbe étalon
La courbe d’étalonnage est tracée en portant l’absorbance en fonction de la teneur en amylose exprimée en % en masse de la matière sèche de haricot sur laquelle la teneur en amylose des essais est lue directement. L’analyse a été faite en double. La moyenne arithmétique des deux déterminations est utilisée comme résultat.
Table des matières
INTRODUCTION
PARTIE I. : REVUE BIBLIOGRAPHIQUE
I.1. GENERALITES SUR LE HARICOT COMMUN
I.1.1. Historique
I.1.2. Description botanique
I.1.3. Classification botanique
I.1.4. Variétés cultivées à Madagascar
I.1.5. Situation de production et d’exportation à Madagascar
I.1.6. Importance de la culture
I.2. CARACTERISTIQUES NUTRITIONNELLES DES GRAINES DE HARICOT
I.2.1. L’eau
I.2.2. Les micronutriments
I.2.3. Les protéines
I.2.4. Les lipides
I.2.5. Les matières hydrocarbonées
I.2.5.1. L’amidon
I.2.5.2. Les glucides solubles
I.2.5.3. Les fibres alimentaires
I.3. LES FACTEURS ANTINUTRITIONNELS
I.3.1. Définition
I.3.2. Les facteurs antinutritionnels dans les graines de légumineuses
I.3.2.1. Les phytates
I.3.2.2. Les composés cyanogénétiques
I.3.2.3. Les lectines
I.3.2.4. Les inhibiteurs de protéases
I.3.2.5. Les saponines
I.3.2.6. Les polyphénols
PARTIE II. : MATERIELS ET METHODES
II.1. CHOIX DES VARIETES DE HARICOT
II.2. ANALYSE NUTRITIONNELLE DES GRAINES
II.2.1. Détermination de la teneur en matière sèche
II.2.2. Détermination de la teneur en cendres brutes
II.2.3. Etude des protéines
II.2.3.1. Détermination de la teneur en protéines totales
II.2.3.2. Détermination quantitative des acides aminés des protéines
II.2.3.3. Détermination de l’indice chimique et identification de l’acide aminé facteurlimitant
II.2.4. Détermination de la teneur en lipides
II.2.5. Etude des substances glucidiques
II.2.7.1. Détermination de la teneur en glucides
II.2.7.2. Etude de la structure et de quelques propriétés fonctionnelles de l’amidon
II.2.6. Détermination de la valeur énergétique globale
II.3. ETUDE DE QUELQUES FACTEURS ANTINUTRITIONNELS DANS LESGRAINES
II.3.1. Dosage des phytates
II.3.2. Dosage des composés phénoliques totaux
II.3.3. Dosage des tanins condensés
II.4. TRAITEMENT DES DONNEES
PARTIE III. : RESULTATS ET INTERPRETATIONS
III.1. TENEURS EN NUTRIMENTS DES ECHANTILLONS
III.1.1. Teneurs en eau et en matière sèche des graines
III.1.2. Teneur en cendres brutes des graines
III.1.3. Valeur protéique
III.1.3.1. Protéines totales
III.1.3.2. Teneur en acides aminés des protéines
III.1.3.3. Indices chimiques et acides aminés facteurs limitant des graines
III.1.4. Valeur lipidique
III.1.5. Valeur glucidique
III.1.5.1. Teneur en glucides
III.1.5.2. Propriétés fonctionnelles de l’amidon de la farine de haricot
III.1.6. Apport énergétique des graines
III.1.7. Récapitulation des valeurs nutritionnelles des échantillons
III.2. TENEURS EN FACTEURS ANTINUTRITIONNELS DES GRAINES
PARTIE IV. : DISCUSSION
PARTIE V. : CONCLUSION ET PERSPECTIVES
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES
ANNEXES
