FERMENTATION EN MILIEU SALIN

FERMENTATION EN MILIEU SALIN

ETUDE DE LA PRODUCTION FERMENTAIRE D’HYDROGENE EN MILIEU SALE

AVANT-PROPOS 

Dans les systèmes bioélectrochimiques, le transfert de charges joue un rôle très important, notamment le transfert ionique entre les compartiments anodique et cathodique. Dans ce sens, la salinité de l’électrolyte fait l’objet d’études récentes (Lefebvre et al., 2010; Xiao and Roberts, 2010; Rousseau et al., 2013) qui montrent son influence positive sur les performances électroactives du biofilm. Dans le cadre du couplage de la fermentation et de l’électrolyse microbienne, la conductivité dans le compartiment anodique pourrait être amenée par les effluents de sortie de fermenteur traitant des effluents salins. Néanmoins, la faisabilité de la production de biohydrogène par fermentation en milieu salé a été très peu étudiée. D’autre part, la demande en termes de traitement des effluents salins est non négligeable. En effet, les eaux usées salées qui peuvent, entre autre, être générées par les industries de la pêche, du pétrole et du cuir, peuvent contenir de grandes quantités de matières organique à traiter (Lefebvre and Moletta, 2006). De plus, les eaux usées rejetées par les usines de traitement d’eau potable à l’aide de membrane échangeuse d’ions et d’osmose inverse peuvent également contenir de grandes quantités en sel (Lefebvre and Moletta, 2006). Globalement, les eaux usées à forte teneur en sel représentent 5% des besoins mondiaux de traitement des effluents (Lefebvre and Moletta, 2006). Le rejet de ces eaux usées dans l’environnement entraine des risques élevés de salinisation des sols et des eaux de surface comme souterraines. Une dilution préalable de ces eaux avant traitement biologique entraine une forte consommation en eau et, en conséquence, une augmentation des coûts d’exploitation. Le traitement de ces effluents par voie biologique en dépit de leur forte salinité offrirait une alternative économiquement et environnementalement viable. De plus, dans le cadre du couplage de la fermentation avec l’électrolyse microbienne, les effluents de sortie de fermenteurs offriraient de bonnes conditions de salinité et donc de conductivité en électrolyse microbienne. D’un point de vue microbiologique, beaucoup d’espèces appartenant aux genres Clostridium, Enterobacter et Escherichia ont été décrites comme productrices d’hydrogène en cultures mixte et en milieu non-salin (Guo et al., 2010). Seules quelques études ont porté sur la fermentation d’effluents salins en cultures pures et en cultures mixtes (Simankova et al., 1993; Zheng et al., 2005; Alshiyab et al., 2008; Liu and Wang, 2012). Zheng et al. (2005) ont mis en exergue une diminution progressive des rendements de conversion d’hydrogène de 0,597 molH2/molSucrose.j à 0,089 molH2/molSucrose.j avec une augmentation de la concentration en NaCl de 0 à 30 gNaCl/L dans milieu acide (pH 6) avec des boues de digesteur anaérobie prétraitées thermiquement. Les études en cultures pures, en conditions salines (>20 gNaCl/L) et à pH 7, ont permis de montrer les capacités de production de biohydrogène fermentaire de Bacillus megaterium (Liu and Wang, 2012), Halocella cellulolytica (Simankova et al., 1993) et Clostridium acetobutylicum (Alshiyab et al., 2008). Ces résultats en culture pure montrent qu’une production d’hydrogène est réalisable, principalement en condition de pH neutre ou alcalin, contrairement aux conditions de pH usuelles en fermentation. Dans le cadre du couplage de la fermentation et de l’électrolyse microbienne, nous nous sommes intéressés à l’influence de la salinité sur le procédé de fermentation, dans le but de définir des conditions « intermédiaires » favorables aux deux procédés et d’évaluer la faisabilité du couplage de procédés au traitement d’effluents salins. Deux séries d’expériences ont été réalisées à des concentrations croissantes en sel de 3-75 gNaCl/L à pH 6 et pH 8 et en utilisant des sédiments salins comme inoculum. L’étude présentée ci-après a ainsi été réalisée avec pour inoculum des sédiments de salins (salins de Saint Martin à Gruissan dans l’Aude). Ces sédiments sont anaérobies et présentent la particularité de contenir des espèces bactériennes déjà adaptés à un milieu salin (70 gNaCl/L dans les sédiments). De plus, le pH mesuré des sédiments in situ est plutôt alcalin (7.5-8), ce qui correspond au pH optimal relevé pour les espèces productrice d’hydrogène en condition saline décrites dans la littérature. Cette étude a donc été réalisée à pH 8 et en condition saline (jusqu’à 75 g/L) afin de limiter la pression de sélection sur l’inoculum de départ et conformément aux études réalisées en cultures pures (Simankova et al., 1993; Alshiyab et al., 2008; Liu and Wang, 2012), puis à pH 6, pH optimal pour la production de biohydrogène dans les conditions standards (Zheng et al., 2005; Guo et al., 2010). 

Source of inoculum 

The seed sediment used for hydrogen production was sampled in a lagoon collecting wastewaters from a salt factory. The sediments were filtrated through a 2 mm sieve and stored at lab temperature before inoculation. The initial pH of the sediments was 8.5 and the salinity 67.4 gNaCl L -1 . 

Hydrogen production in batch tests

 Hydrogen production experiments were performed in 600 mL glass bottles in batch conditions. About 1.5 g of the seed sediment was added to the culture medium to obtain a final concentration of 300 mgVS L -1 (final working volume of 200 mL). The culture medium was composed of 100mM phosphate buffer, 5 g L-1 glucose and a solution oligoelements with the following final concentrations : 7.50 g L-1 FeCl2, H2O, 0.30 g L-1 H3BO3, H2O, 0.59 g L-1 MnSO4, H2O, 0.13 g L-1 CoCl2, 6H2O, 0.35g L-1 ZnCl2, 0.13 g L-1 NiCl2,6H2O, 0.075 g L-1 CuCl2,2H2O, 0.13 g L-1 NaMoO4,2H2O , 0.8 g L-1 NH4Cl. The initial pH was adjusted to 8 using NaOH (1M). All batch tests were carried out in triplicate. To ensure anaerobic conditions, each bottle headspace was flushed and purged with nitrogen gas after inoculation for 5 min. Composition of headspace gas was checked and oxygen content was less than 0.5% in all bottles. Then, the bottles were capped with a rubber stopper and incubated at 35°C for more than 20 days. Two-milliliter aliquots were periodically collected and centrifuged (20,000g, 10 min). Supernatants and pellets were stored at -20°C. Supernatants were used for further chemical analysis and pellets for DNA extraction. Chapitre III : Fermentation en milieu salin 108 

Chemical analyses 

Volatile fatty acids (VFA) composition, ie. acetic (C2), propionic (C3), butyric and isobutyric (C4 and iC4), valeric and iso-valeric (C5 and iC5) and caproic (C6) acids was determined with a gas chromatograph (GC-3900 Varian) equipped with a flame ionization detector. The concentrations of non-VFA metabolic products such as ethanol, lactate and formate were measured by HPLC analysis and refractometric detection, as previously described (Quéméneur et al., 2012). Biogas production volume was periodically estimated by measuring the gas pressure in headspace. Biogas composition (CH4, CO2, H2 and N2) was determined using a gas chromatograph (Clarus 580, Perkin Elmer) coupled to Thermal Catharometric detection (TCD), as described elsewhere (Quéméneur et al., 2012).

Data analysis 

To assess accurately H2 production performances, cumulative H2 production curves were fitted to a modified Gompertz equation for each batch experiment, as proposed by Quéméneur et al. (Quéméneur et al., 2011) : H2(t) = H2max.exp(-exp(Vmax.exp(1)/ H2max (λ-t)+1)) where H2max corresponds to the maximum experimental H2 yield (in mol H2 molGlc -1 ), Vmax : the maximum H2 production rate (in molH2 molGlc -1 day-1 ), λ the lag phase (in days), and t the incubation time (in days) (see Figure III-2). Specific H2 consumption rates Rc (in d-1 ) (Figure III-2) were estimated from the H2 decrease in cumulative H2 values at H2max time and at the end of the experiment, that was then normalized according to the corresponding H2max value.