Ontogenèse du pollen d’elaterium et de C. melo 

Ontogenèse du pollen d’elaterium et de C. melo 

L’ontogenèse du pollen des Angiospermes est étudiée depuis très longtemps et est maintenant bien connue. Pourtant, peu d’informations sont disponibles à propos de l’ontogenèse du pollen des Cucurbitacées. Quelques travaux, pour la plupart très anciens, ont eu pour objet l’étude du développement des structures reproductrices mâles des Cucurbitacées. Néanmoins, l’ontogenèse a rarement été étudiée dans son ensemble. La majorité des auteurs se sont intéressés uniquement aux aspects cytologiques et cytogénétiques de la microsporogenèse (Castetter, 1926 ; Passmore, 1930), exceptés Kirkwood (1906) et Simeonova et al. (1999) qui ont décrit l’ontogenèse complète du pollen chez certaines Cucurbitacées. Une description succincte de la formation du pollen chez C. melo a été rapportée par Chauhan et Singh (1968). Cependant, à notre connaissance, aucune description n’a été faite chez E. elaterium, et la description de l’ontogenèse chez C. melo nécessitait d’être approfondie. Il était donc nécessaire, avant de nous intéresser aux structures non conformes, de caractériser le développement normal du pollen chez E. elaterium et C. melo. De jeunes plantes d’E. elaterium ont été collectées dans une population sauvage localisée à Caumont-sur-Durance (Vaucluse) en janvier 2007. Ces plantes ont été transplantées dans des pots en plastique et placées en serre à la Faculté des Sciences de l’Université d’Avignon et des Pays de Vaucluse où elles étaient irriguées deux fois par semaine. Ces plantes ont été ensuite transplantées en champ à l’INRA d’Avignon où elles ont reçu des soins horticulturaux limités : faible irrigation, aucun contrôle de ravageurs. Des graines de melon (C. melo L.) var. Thorgal ® (Nunhems) ont été semées en godet individuel et gardées sous serre jusqu’au stade « deux vraies feuilles » à l’unité Génétique et Amélioration des Fruits et Légumes, INRA Avignon domaine Saint-Maurice. Les jeunes plantules ont été ensuite plantées sur sol paillé sous tunnel insect-proof à l’INRA Avignon domaine Saint-Paul et irriguées trois fois par jour.

En octobre 2007, des boutons floraux mâles d’E. elaterium de différentes tailles ont été prélevés. Ils ont été classés en fonction de leur diamètre en six classes : < 2 mm, 2-3 mm, 3-4 mm, 4-5 mm, 5-6 mm et > 6 mm. La récolte des échantillons de C. melo a été faite en septembre 2009. Des boutons floraux mâles de différentes tailles ont été prélevés mais n’ont pas été triés. Immédiatement après récolte, tous les échantillons ont été fixés dans une solution extemporanée de paraformaldéhyde à 4% dans du tampon phosphate 0,05 M pH 7,5. Pour assurer une bonne pénétration du fixateur, le périanthe des boutons floraux a été retiré et les échantillons ont été soumis au vide pendant 20 minutes. Après 48 h de fixation à 4°C, les échantillons ont été rincés à l’eau distillée et stockés dans de l’éthanol 70% à 4°C jusqu’à utilisation. Sections colorées Entre 6 et 13 boutons floraux d’E. elaterium ont été préparés pour chaque classe de diamètre. Pour C. melo, 62 boutons floraux toutes tailles confondues ont été préparés. Les échantillons ont été déshydratés dans des bains successifs d’éthanol de concentrations croissantes (80%, 90%, 95% et 100%) puis inclus dans de la résine de méthacrylate (Kit Technovit 7100, Heraeus-Kulzer GmbH, Wehrheim, Allemagne) selon les instructions du fournisseur. Des sections sériées de 3 µm d’épaisseur ont été réalisées à l’aide d’un microtome à rétraction (Supercut 2065, Reichert-Young, Vienne, Autriche) et collectées sur des lames porte-objet. Les sections ont été hydratées (eau distillée) avant d’être colorées à l’acide périodique-réactif de Schiff (PAS) et au Naphtol Blue Black (NBB) pour visualiser respectivement les polysaccharides en rose et les protéines en bleu. Après séchage, les sections ont été montées de manière permanente (Isomount, Labonord, Templemars, France). Montage in toto Des anthères d’E. elaterium récoltées à l’anthèse ont été immergées dans une goutte de carmin acétique à 1% sur une lame de microscope. Ce colorant permet de visualiser les cytoplasmes et les noyaux en rouge. Après mise en suspension du pollen, les anthères ont été retirées. L’ensemble a été recouvert d’une lamelle couvre-objet. Observations microscopiques Les sections et les montages in toto ont été observés avec un microscope (Leica DMR, Wetzlar, Allemagne) et photographiés avec une caméra digitale (Leica DFC 300 FX, Wetzlar, Allemagne). Des fleurs d’E. elaterium et de C. melo ont été récoltées à l’anthèse. La préparation des échantillons ainsi que leur observation ont été réalisées par le laboratoire de microscopie de l’INRA d’Avignon. Pour cela, des grains de pollen ont été déposés par tapotement des anthères sur un support métallique recouvert d’un adhésif double face. Ils ont été recouverts d’une fine couche d’or à l’aide d’un métalliseur (Balzers SCD 004, Bal Tec AG, Fürstentum, Lichtenstein). Les échantillons ont ensuite été observés à l’aide d’un microscope électronique à balayage à 10 KV (Philips FEI XL30, FEG, FEI Company, Hillsboro, USA).